Léa ENGLER

Mes expériences, notamment en laboratoire et en tant que sauveteuse nautique, m’ont appris à être particulièrement vigilante face aux situations à risque. J’ai développé une capacité à analyser rapidement un environnement, repérer les signaux d’alerte, et agir de manière préventive. Que ce soit pour éviter un incident ou pour sécuriser une procédure, je sais rester lucide et réactive afin de garantir la sécurité des personnes et le bon déroulement des activités.

Je suis une personne très attentive à la précision et à la qualité de mon travail. Dans tous les contextes, qu’ils soient scientifiques ou opérationnels, je veille à appliquer les procédures avec sérieux, à vérifier mes résultats, et à maintenir une exigence constante. Cette rigueur me permet de livrer un travail fiable et structuré, tout en respectant les normes et les attentes.

Que ce soit dans le cadre de mes cours ou de mes missions professionnelles, j’ai toujours su respecter les délais impartis. J’anticipe les tâches à accomplir, je m’organise pour ne pas être prise de court, et je veille à rendre un travail fini dans les temps, sans compromettre la qualité.

Lors de mon master, j’ai eu l’occasion de participer à de nombreuses présentations orales. Ces expériences m’ont permis de mieux gérer mon stress face à un auditoire, de prendre la parole avec plus d’aisance et de défendre mes projets avec clarté et assurance.

J’ai toujours évolué dans des environnements où le travail en équipe était essentiel. Pour moi, la collaboration et la communication sont les clés pour avancer ensemble, résoudre les problèmes et atteindre les objectifs communs. J’aime échanger, écouter et contribuer à la dynamique de groupe.

Mon alternance m’a permis de développer un vrai sens critique. J’ai appris à remettre en question mes propres résultats afin de les améliorer, mais aussi à analyser de manière constructive le travail de mes collègues. Cette capacité à proposer d’autres pistes de réflexion est un atout précieux pour faire avancer un projet collectivement.

L’organisation est une compétence essentielle que j’ai développée au fil des années. Pendant mes études, j’ai su jongler entre mes cours, le sport, ainsi que deux emplois le week-end à la pizzeria et à la piscine. J’ai toujours su planifier mes journées de manière efficace, en hiérarchisant mes tâches pour atteindre mes objectifs aussi bien académiques que professionnels.

Je m’adapte facilement à des environnements variés et à des missions très différentes. Mon parcours en est la preuve : j’ai travaillé en tant que sauveteuse nautique, livreuse-garnisseuse, mais aussi au sein d’un laboratoire. Grâce à mon parcours scolaire, mes expériences professionnelles et les séances de SRE suivies en master, j’ai acquis une grande capacité d’adaptation et je suis capable d'intervenir efficacement dans des domaines très divers.

=>Contexte : Le Six Sigma est une méthode de gestion de la qualité visant à réduire la variabilité des processus et à éliminer les défauts pour atteindre un niveau de performance optimal. Le terme "Six Sigma" fait référence à un niveau de qualité où le taux de défauts est extrêmement faible : 3,4 défauts par million d’opportunités. =>Objectifs : "Faire bien du premier coup", de façon prévisible, contrôlée et mesurable. Six Sigma repose sur une approche scientifique et statistique de résolution de problèmes, en utilisant des données pour guider les décisions. Le cœur de la méthode Six Sigma repose sur le cycle DMAIC : 1. Define (Définir) - Identifier le problème et les besoins du client. - Définir les objectifs du projet, les livrables et l’équipe. - Outils : SIPOC, VOC (Voice of Customer), charte de projet. 2. Measure (Mesurer) - Collecter des données fiables sur le processus existant. - Identifier les indicateurs clés de performance (KPI). - Outils : cartographie des processus, histogrammes, plans de collecte de données. 3. Analyze (Analyser) - Étudier les données pour identifier les causes racines des défauts ou des variations. - Vérifier les hypothèses statistiques. - Outils : diagramme d'Ishikawa, Pareto, analyse de régression, ANOVA. 4. Improve (Améliorer) - Développer et tester des solutions pour supprimer les causes racines. - Mettre en œuvre des améliorations durables. - Outils : brainstorming, matrice d’impact, DOE (Design of Experiments), plan d’action. 5. Control (Contrôler) - Standardiser et surveiller les nouveaux processus. - Mettre en place un plan de contrôle, des audits, des procédures. - Outils : cartes de contrôle, fiches de suivi, documentation qualité.

=> Principe : Outil visuel qui permet d’identifier toutes les causes possibles d’un problème donné. Il structure la réflexion autour de catégories principales (souvent les 5M). =>Fonctionnement:On part du problème (effet) Puis, les grandes "arêtes" représentent des familles de causes (5M souvent) : - Main-d'œuvre - Méthode - Matière - Milieu - Matériel Puis on cherche les causes profondes dans chaque catégorie, pour remonter à la racine. =>Utilisation : - En phase d’analyse (DMAIC – étape “Analyze”). - En réunion d’équipe pour identifier les sources d’un défaut, dysfonctionnement ou écart qualité.

=>Contexte : Le Lean Management est une méthode d’organisation du travail visant à optimiser les performances en éliminant les gaspillages (temps, ressources, énergie) tout en maximisant la valeur pour le client. Issu du système de production Toyota (TPS), le Lean repose sur l’amélioration continue, la simplicité, et la recherche de l’efficacité au quotidien. =>Fonctionnement : Le Lean se base sur l’implication de tous les acteurs, du terrain à la direction. Il cherche à : - Identifier les activités à non-valeur ajoutée, - Fluidifier les flux de production ou d’information, - Améliorer la qualité, la productivité et la satisfaction client, - Tout cela sans sacrifier le bien-être des collaborateurs. =>Etapes : 1. Définir la valeur (du point de vue du client) - Qu’est-ce que le client attend réellement ? - Toute activité qui ne répond pas à cette attente est potentiellement un gaspillage. 2. Identifier la chaîne de valeur - Cartographier toutes les étapes d’un processus (Value Stream Mapping). - Repérer les pertes de temps, stocks inutiles, doublons, etc. 3. Supprimer les gaspillages (Muda) Les 7 principaux gaspillages : a) Surproduction b) Temps d’attente c) Transport inutile d) Stocks excessifs e) Mouvements inutiles f) Défauts / reprises g) Surprocessing (trop d’efforts pour peu de valeur) 4. Créer un flux continu - Organiser les tâches pour qu’elles s’enchaînent sans interruptions ni retards. - Réduire les files d’attente, les goulets d’étranglement. 5. Mettre en place le système "pull" - Produire à la demande réelle du client (logique tirée et non poussée). - Éviter la surproduction et mieux gérer les ressources. 6. Rechercher l’amélioration continue (Kaizen) - Impliquer les équipes pour améliorer chaque jour les processus. - Intégrer le retour d’expérience et les suggestions des collaborateurs. =>Plusieurs outils sont mobilisés : -5S : Organisation et standardisation des postes de travail pour optimiser l’efficacité et réduire les pertes de temps. -Kaizen : Démarche d’amélioration continue impliquant tous les acteurs de l’entreprise. -Juste-à-Temps (JAT) : Production en fonction de la demande pour limiter les stocks et améliorer la réactivité. -Jidoka : Détection et correction des anomalies en temps réel pour garantir la qualité du produit fini. -Cartographie de la chaîne de valeur (VSM - Value Stream Mapping) : Visualisation des flux de production pour identifier les gaspillages. -Méthode Kanban : Système de gestion des flux basé sur une approche visuelle et une réduction des en-cours de production.

=>Principe : Outil de structuration de l’information, souvent utilisé pour décrire un problème ou construire un plan d’action. => Structure (questions à se poser) - What ? → Que se passe-t-il ? - Why ? → Pourquoi ? - Where ? → Où ? - When ? → Quand ? - Who ? → Qui est concerné ? - How ? → Comment ? - How much ? → Combien ça coûte / combien de temps / de quantité ? => Utilisation - Fiche d'incident, plan d’action, rapport d’audit. - Phase “Define” ou “Control” du DMAIC. - Résolution structurée de problème (en complément d’Ishikawa).

=> Principe : Identifie les 7 types de gaspillages (Muda) dans un processus, selon la vision Lean. Les 7 gaspillages 1. Overproduction (surproduction) 2. Waiting (temps d’attente) 3. Transport inutile 4. Overprocessing (traitements superflus) 5. Inventory excessif 6. Motion inutile (mouvements) 7. Defects (erreurs, retouches) => Utilisation - Audit terrain ou Gemba walk. - Diagnostic de processus industriel ou administratif. - Départ d’un chantier d’amélioration.

=>Principe : Outil de priorisation utilisé en gestion de projet, pour classer les exigences ou les actions en 4 catégories. =>Catégories - M – Must have : Obligatoire, essentiel. Sans ça, le projet échoue. - S – Should have : Important, mais pas vital à court terme. - C – Could have : Bonus, amélioration "nice to have". - W – Won’t have (this time) : Hors périmètre pour l’instant. =>Utilisation - Planification de projet (Scrum, Kanban…). - Arbitrages lors de la définition de cahiers des charges. - Réunion de priorisation d’actions ou de besoins clients.

=>Introduction à la spectroscopie UV-Visible: La spectroscopie UV-Visible est une technique d’analyse qui repose sur l’interaction entre la lumière et la matière. Plus précisément, elle mesure l’absorption de la lumière par une substance dans le domaine de l’ultraviolet (185 à 400 nm) et du visible (400 à 700 nm). Cette absorption correspond à des transitions électroniques : des électrons sont excités d’un niveau d’énergie fondamental vers un niveau excité lorsqu’ils absorbent l’énergie d’un photon. Cette technique est très utilisée car elle est rapide, non destructive, peu coûteuse et applicable à une large gamme de composés, organiques comme inorganiques. =>Fondements physiques : lumière et énergie: La lumière est un rayonnement électromagnétique caractérisé par sa longueur d’onde λ (exprimée en nanomètres, nm) et sa fréquence ν (en Hz). Ces grandeurs sont liées par la relation :     c = λ × ν où c est la vitesse de la lumière dans le vide. L’énergie d’un photon est quantifiée et donnée par la formule :     E = h × ν = h × c / λ avec h, la constante de Planck. Ainsi, plus la longueur d’onde est courte, plus l’énergie est élevée. Les rayonnements UV ont donc une énergie plus grande que ceux du visible, ce qui leur permet d’exciter des électrons liés fortement à leur noyau. => Types de transitions électroniques: Lorsqu’une molécule absorbe un photon, elle subit une transition électronique vers un état excité. Les principales transitions observées sont : • σ → σ* : très énergétiques, observées uniquement dans le vide UV (hydrocarbures saturés). • n → σ* : typiques des composés avec des doublets non liants (O, N, Cl…) ; transitions peu intenses. • π → π* : observées dans les systèmes insaturés (liaisons doubles ou aromatiques) ; très courantes. • n → π* : typiques des carbonyles et autres groupements contenant des hétéroatomes avec des électrons non liants. La nature des transitions dépend fortement de la structure électronique de la molécule et du type de chromophore présent. =>Chromophores et spectres d’absorption: Un chromophore est un groupement fonctionnel capable d’absorber dans l’UV-Visible. Il contient des électrons π ou n pouvant être excités vers des niveaux anti-liants. Par exemple : • Un groupement carbonyle absorbe par transition n → π* entre 270 et 295 nm. • Une liaison C=C conjuguée (comme dans l’éthylène ou le benzène) permet des transitions π → π* entre 170 et 260 nm. • Dans les composés aromatiques, les transitions π → π* génèrent plusieurs bandes (E, B et K), caractéristiques de leur structure. Les groupes auxochromes (comme –OH ou –NH₂) peuvent modifier ces transitions en prolongeant la conjugaison, ce qui déplace les pics d’absorption vers des longueurs d’onde plus grandes (effet bathochrome) et peut aussi augmenter l’intensité d’absorption (effet hyperchrome). => Influence du solvant: Le solvant utilisé a une influence majeure sur les spectres UV-Vis : • Il peut stabiliser l’état fondamental ou excité, modifiant ainsi la position du pic. • Les solvants polaires ont tendance à déplacer les pics n → π* vers les courtes longueurs d’onde (effet hypsochrome) et les pics π → π* vers les grandes longueurs d’onde (bathochrome), en fonction des interactions dipôle-dipôle et de la capacité de solvatation. Le choix du solvant est donc crucial pour garantir une bonne résolution spectrale. =>Appareillage : structure d’un spectrophotomètre UV-Visible: Un spectrophotomètre UV-Vis classique comprend plusieurs éléments clés : 1. Source lumineuse : o Lampe au deutérium pour l’UV (185–400 nm) o Lampe au tungstène pour le visible (400–800 nm) 2. Monochromateur : o Permet de sélectionner une seule longueur d’onde via un réseau de diffraction ou un prisme. 3. Compartiment à cuves : o La lumière traverse une cuve en quartz (transparente aux UV) contenant l’échantillon. o Une autre cuve de référence contient le solvant. 4. Détecteur : o Convertit la lumière transmise en signal électrique (photodiode, photomultiplicateur). o Compare l’intensité incidente (I₀) et transmise (I), ce qui permet de calculer l’absorbance via : A = -log₁₀(I / I₀) =>Loi de Beer-Lambert: L’absorbance est proportionnelle à la concentration du soluté selon la loi de Beer-Lambert :     A = ε × C × l • A : absorbance (sans unité) • ε : coefficient d’absorption molaire (L·mol⁻¹·cm⁻¹) • C : concentration en mol·L⁻¹ • l : largeur de la cuve (cm) Cette relation permet de réaliser un dosage quantitatif à partir d’une courbe d’étalonnage, en mesurant l’absorbance de solutions étalons. =>Analyse des mélanges et spectres superposés: Lorsqu’un échantillon contient plusieurs espèces absorbantes, leurs spectres peuvent se superposer. Si les λmax sont bien distincts, on peut analyser chaque composant séparément (analyse sans recouvrement). Sinon, il faut utiliser des méthodes plus complexes comme : • La résolution graphique (méthode des absorbances croisées) • L’utilisation de logiciels de déconvolution • Ou même combiner avec d’autres techniques (chromatographie couplée à UV) =>Cas particuliers : ADN, protéines, ions métalliques: • Les acides nucléiques absorbent fortement à 260 nm, tandis que les protéines absorbent à 280 nm. Le rapport A260/A280 permet de juger de la pureté d’un extrait d’ADN. • Certains ions métalliques de transition (Fe³⁺, Cu²⁺, Co²⁺…) ont des spectres caractéristiques dans l’UV-Visible, liés à des transitions d → d. • Des pigments naturels comme les caroténoïdes ont des pics dans le visible, d’où leur couleur intense.

=>Introduction à la pharmacologie et au médicament: Un médicament est défini comme toute substance utilisée pour prévenir, diagnostiquer ou traiter une maladie. Il contient un principe actif, responsable de l’effet thérapeutique, et des excipients, qui facilitent son administration. Après son administration, le médicament suit un parcours dans l’organisme, appelé pharmacocinétique, qui comprend l’absorption, la distribution, le métabolisme et l’élimination (ADME). L’étude de ce parcours est essentielle pour choisir la voie d’administration la plus adaptée, ajuster les doses, et éviter les interactions médicamenteuses. =>Voies d’administration et biodisponibilité: Le médicament peut être administré par voie entérale (orale, sublinguale, rectale) ou parentérale (injection intraveineuse, intramusculaire, sous-cutanée, etc.). Le choix dépend notamment de la localisation de la cible, de la stabilité du principe actif dans le tube digestif, et de la rapidité d’action souhaitée. Certaines voies, comme la sublinguale ou la transdermique, permettent d’éviter l’effet de premier passage hépatique, qui peut réduire considérablement l’efficacité d’un traitement. La biodisponibilité désigne la fraction du médicament qui atteint la circulation générale et donc son site d’action. => Absorption et facteurs influençant l’efficacité: L’absorption est influencée par de nombreux facteurs : propriétés chimiques du médicament (taille, lipophilie, état d’ionisation), pH du milieu, ou encore présence de transporteurs membranaires. Les médicaments peuvent traverser les membranes biologiques par diffusion passive, diffusion facilitée ou transport actif. Ces mécanismes conditionnent l’efficacité du traitement et sa vitesse d’action. Des transporteurs comme les P-glycoprotéines peuvent limiter l’absorption de certains médicaments. =>Récepteurs couplés aux protéines G (RCPG): Les RCPG constituent une famille majeure de récepteurs membranaires impliqués dans la transmission des signaux cellulaires. Ils sont activés par des ligands variés (neuromédiateurs, hormones, ions, etc.) et possèdent une structure caractéristique à 7 segments transmembranaires. Leur activation déclenche une cascade de signalisation via des protéines G hétérotrimériques (composées de sous-unités α, β, et γ), entraînant des réponses cellulaires diverses selon le type de voie activée (Gs, Gi, Gq, etc.). =>Désensibilisation et oligomérisation des RCPG: L’exposition prolongée à un agoniste peut provoquer la désensibilisation du récepteur, limitant ainsi la réponse au traitement (phénomène de tolérance). Ce processus passe par la phosphorylation du récepteur, son internalisation puis son recyclage ou sa dégradation. Par ailleurs, certains RCPG peuvent former des dimères (homodimères ou hétérodimères), modifiant leur affinité pour les ligands ou leur mode de signalisation. =>Signalisation via les protéines G: La signalisation dépend de la sous-unité α impliquée : • Gs stimule l’adénylate cyclase, augmentant l’AMPc et activant la PKA. • Gi l’inhibe, diminuant l’AMPc et réduisant l’activité de la PKA. • Gq active la phospholipase C (PLC), produisant IP3 et DAG, ce qui augmente le calcium intracellulaire et active la PKC. Les sous-unités βγ participent aussi à l’activation de voies alternatives comme la PI3K/AKT ou la MAPK. Ces cascades influencent la contraction musculaire, la sécrétion hormonale ou encore la perception de la douleur. =>Neurotransmission et cibles de médicaments: La neurotransmission est le processus par lequel une cellule nerveuse communique avec une autre cellule, généralement via la libération d’un neuromédiateur au niveau d’une synapse. Cette transmission repose sur le déclenchement d’un potentiel d’action, la libération du neurotransmetteur (exocytose), son action sur des récepteurs post-synaptiques, puis sa recapture ou dégradation. Les médicaments peuvent agir à toutes ces étapes. =>Neuromédiateurs et régulation pharmacologique: Les neuromédiateurs peuvent être des petites molécules (acétylcholine, dopamine, GABA, etc.) ou des neuropeptides (substance P, VIP…). Leur synthèse, stockage dans des vésicules, libération (exocytose calcium-dépendante) et dégradation sont finement régulés. Certains médicaments comme les anti-épileptiques, les anesthésiques locaux ou les antidépresseurs agissent en modulant ces processus. Des récepteurs spécifiques, comme les récepteurs ionotropes ou métabotropes, sont les cibles principales de ces traitements.

=> Situation : Les Composés Organiques Volatils (COV) sont des substances chimiques caractérisées par une grande volatilité à température ambiante. Selon le Décret n°2010-1119 du Code de l’environnement, ils sont définis comme des composés ayant un point d’ébullition ≤ 250 °C à 101,3 kPa. Libérés par divers matériaux (revêtements, colles, plastiques, textiles...), les COV constituent un facteur majeur de pollution de l’air intérieur, notamment dans des espaces confinés comme les habitacles de véhicules. Certains COV comme le formaldéhyde, le benzène ou le tétradécane présentent une toxicité élevée pour l’homme (cancérogènes, irritants, etc.). Leur surveillance analytique est donc indispensable pour évaluer leur concentration dans les environnements clos et garantir la sécurité sanitaire. =>Tâches : L’objectif est de : • Identifier et quantifier avec précision les COV émis par les matériaux utilisés dans l’industrie automobile. • Mettre en œuvre une méthode analytique sensible, reproductible et conforme aux normes, capable de détecter une grande diversité de COV à l’état de traces. • Valider la méthode selon des critères analytiques stricts (LOD, LOQ, linéarité, répétabilité, stabilité...). => Actions 1. Méthode analytique utilisée : TD-GC/MS • TD (Thermodésorption) : l’échantillon, piégé dans un tube adsorbant, est chauffé progressivement (40 à 300 °C) pour libérer les COV. o Cold trap à -30 °C : condense les analytes avant injection. • GC (Chromatographie en phase gazeuse) : sépare les composés selon leur interaction avec la phase stationnaire dans une colonne capillaire. o Gradient thermique : 40 → 280 °C. o Durée de séparation ≈ 1 h. • MS (Spectrométrie de masse) : fragmentation des composés, mode Full Scan, plage m/z 33–520, 280 °C, ≥ 3 scans/seconde. 2. Paramètres de validation • Limite de détection (LD) : S/N > 3. • Limite de quantification (LQ) : S/N > 10. • Linéarité : R² ≥ 0,99 sur la gamme d’étalonnage. • Précision : o Répétabilité : %RSD < 15 %. o Reproductibilité : %RSD < 10 %. • Stabilité : variation < 15 % sur 3 mois. 3. Procédure • Nettoyage et conditionnement des tubes adsorbants. • Thermodésorption et injection automatisée. • Séparation et détection. • Interprétation des résultats via comparaison à des bases spectrales (NIST…). • Rédaction d’un rapport d’analyse pour garantir la conformité des résultats.

- Analyses des PFAS =>Situation : Les substances per- et polyfluoroalkylées (PFAS) sont des composés synthétiques caractérisés par une stabilité chimique et thermique principalement due à la présence de liaisons carbone-fluor. Cette structure leur confère des propriétés hydrophobes et lipophobes, ils sont utilisés dans de nombreux produits industriels et de consommation. On distingue deux grandes catégories de PFAS : - Les polymères : tels que le polytétrafluoroéthylène (PTFE) et l’éthylène-tétrafluoroéthylène (ETFE) largement utilisés dans les revêtements antiadhésifs, les textiles imperméables et les composants électroniques. - Les non-polymères : comme l’acide perfluorooctanoïque (PFOA) et le sulfonate de perfluorooctane (PFOS), présents dans les mousses anti-incendie, les lubrifiants et certains emballages alimentaires. Ces substances possèdent plusieurs caractéristiques : elles repoussent l’eau et les graisses, résistent aux températures élevées, aux acides, aux bases et aux solvants. Leur faible tension superficielle leur permet de se disperser facilement dans les liquides. Cependant, ils posent problème en raison de leur accumulation dans l’environnement et leur toxicité. Ces substances perturbent le métabolisme des graisses essentiel au stockage de l’énergie, à la régulation des hormones, à l’absorption des vitamines et au bon fonctionnement du cerveau et des cellules. Leur structure chimique proche des acides gras interfère avec le transport des lipides dans l’organisme, ce qui peut perturber les fonctions vitales et favoriser les maladies chroniques, tels que les cancers. L’identification et la quantification des PFAS dans les matériaux nécessitent donc des techniques analytiques avancées. Elles combinent extraction, séparation et détection spectrométrique permettant d’assurer un suivi rigoureux de leur présence dans les environnements industriels et naturels. =>Tâches : L’objectif est de : • Détecter et quantifier les PFAS, qu’ils soient polymères (comme le PTFE) ou non-polymères (PFOA, PFOS), dans différentes matrices industrielles complexes. • Développer et appliquer des méthodes d’analyse sensibles et spécifiques, combinant extraction, séparation chromatographique et détection spectrométrique. • Garantir la fiabilité, la sélectivité et la traçabilité des résultats, en se basant sur des critères analytiques normés (rapport signal/bruit, base de données spectrales, LOD/LOQ...). => Actions : 1. Extraction des PFAS • Extraction par solvant assistée par ultrasons : améliore la solubilisation avec des solvants polaires (méthanol, acétonitrile). • Extraction liquide-liquide (LLE) et microextraction dispersive (DLLME) : exploitent la polarité des PFAS pour les transférer en phase organique. • SPE (Solid Phase Extraction) et dSPE : purifient et concentrent les échantillons grâce à des phases spécifiques (C18, GCB). • SPME (microextraction en phase solide) : pour les PFAS volatils, adsorption sur fibre polymère. • Pyrolyse/combustion thermique : pour les polymères fluorés comme le PTFE, mesure indirecte via l’émission de fluorures. 2. Séparation et détection • HPLC-MS/MS : méthode de référence pour les PFAS non volatils. o Colonne C18, éluant eau/méthanol + formiate d’ammonium. o Mode SRM via triple quadripôle → très haute sensibilité (LOD : ng/g). o Purification GCB pour éliminer les interférents. • GC-MS après pyrolyse (700°C) : pour les PFAS polymères ou volatils → détection après décomposition thermique. • C-IC (Chromatographie par combustion ionique) : quantification du fluor total comme traceur des PFAS. 3. Identification • Spectres de masse comparés à des bases de données (NIST, PubChem). o Confiance élevée > 80 %, moyenne 50–80 %, faible < 50 % (nécessite confirmation). • Analyse des fragments : identification des PFAS même dans des polymères complexes (ex. PA46 + PTFE).

=> Situation : L’analyse des contaminants chimiques comme les pesticides, résidus pharmaceutiques, COV, ou composés semi-volatils dans des matrices complexes (aliments, sols, tissus biologiques, etc.) nécessite des méthodes d’extraction efficaces, rapides et peu coûteuses. La méthode QuEChERS, développée pour répondre à ces besoins, est une alternative moderne aux extractions classiques longues et consommatrices de solvants. Elle est particulièrement adaptée pour des matrices solides ou semi-solides, dans un contexte analytique où sélectivité, rendement et robustesse sont primordiaux. =>Tâches : L’objectif est de : • Extraire rapidement et efficacement les analytes d’intérêt (polluants, résidus, contaminants) à partir d’une matrice complexe. • Réduire au maximum les interférences présentes dans l’échantillon avant l’analyse chromatographique (GC-MS, LC-MS). • Utiliser une méthode éco-efficiente, reproductible et adaptable, tout en conservant l’intégrité des composés sensibles. =>Actions 1. Extraction liquide-liquide assistée par sels (salting-out) • Solvant organique : acétonitrile, choisi pour sa capacité à solubiliser un large spectre d’analytes organiques. • Ajout de sels : o Sulfate de magnésium (MgSO₄) : élimine l’eau et augmente l’extraction. o Acétate de sodium (NaOAc) : tamponne le pH pour préserver les analytes sensibles. • Effet de relargage (salting-out) : favorise le transfert des analytes dans la phase organique. 2. Séparation des phases • Agitation et centrifugation permettent de séparer : o La phase aqueuse : contenant les interférents hydrophiles. o La phase organique : contenant les analytes d’intérêt. 3. Purification par dSPE (dispersive Solid Phase Extraction) • Ajout de sorbants directement dans l’extrait pour éliminer les impuretés : o PSA (Primary Secondary Amine) : capte les sucres, acides, composés polaires. o C18 : élimine les graisses, lipides, composés hydrophobes. o GCB (Graphitized Carbon Black) : retient les pigments et polyphénols. • Centrifugation : les impuretés restent liées aux sorbants solides au fond du tube, laissant une phase organique purifiée prête pour l’analyse.

=>Situation : La chromatographie d’exclusion stérique (SEC) est une technique essentielle dans le domaine biopharmaceutique, utilisée pour séparer les molécules en fonction de leur taille. Contrairement à d'autres méthodes chromatographiques, la SEC ne repose pas sur des interactions chimiques entre les analytes et la phase stationnaire, mais uniquement sur des différences de diffusion à travers une colonne remplie de particules poreuses. Cette méthode est largement employée pour l’analyse des anticorps monoclonaux (mAbs), des protéines complexes utilisées comme médicaments, notamment pour quantifier les agrégats ou fragments protéiques, car ces formes altérées peuvent affecter l'efficacité thérapeutique ou entraîner des effets indésirables. =>Tâches : L’objectif principal est de : • Évaluer la stabilité et l’intégrité structurale des anticorps monoclonaux. • Détecter et quantifier les agrégats ou fragments dans une formulation donnée. • Optimiser la méthode SEC-UV pour assurer une séparation efficace, reproductible et rapide, tout en préservant la structure des mAbs. =>Actions : 1. Principe de séparation • Les molécules de grande taille (HMW) ne pénètrent pas dans les pores et sont éluées rapidement. • Les molécules moyennes (MMW) pénètrent partiellement. • Les petites molécules (LMW) pénètrent profondément et sortent en dernier. 2. Conditions analytiques optimisées • Phase stationnaire : billes de silice ou polymères hydrophiles à porosité calibrée. • Détection : couplage à un détecteur UV, permettant le suivi à 280 nm (absorption des protéines). • Phase mobile : tampon phosphate pour maintenir un pH neutre (~7), garantissant la stabilité des mAbs. • Ajout d’ions pour limiter les interactions électrostatiques non spécifiques avec la phase stationnaire. 3. Optimisation des paramètres chromatographiques • Réduction de la taille des particules de la colonne : améliore la résolution et réduit le temps d’analyse. • Ajustement du débit et de la quantité injectée : évite la surcharge de colonne et affine les pics. • Passage de HPLC à UPLC : technologie plus performante, temps d’analyse plus court, meilleure précision. 4. Utilisation du DoE (Design of Experiments) • Méthodologie appliquée pour tester différentes formulations (excipients, pH, stabilisants…). • Permet d’identifier la formulation optimale pour la stabilité, solubilité et efficacité du mAb. • DoE utile, mais peut prolonger les analyses : nécessite une stabilité rigoureuse des échantillons sur le long terme.

La Chromatographie Liquide Haute Performance (HPLC) est une technique d’analyse de référence utilisée pour la séparation, l’identification et la quantification de composés chimiques présents dans des mélanges complexes. Contrairement à la chromatographie en phase gazeuse (GC), l’HPLC est particulièrement adaptée aux molécules peu volatiles ou thermosensibles, comme les composés organiques polaires, les métabolites, les peptides ou encore les principes actifs pharmaceutiques. Elle est largement utilisée dans l’industrie pharmaceutique, agroalimentaire, cosmétique, environnementale, ainsi que dans les laboratoires de recherche et de contrôle qualité. Le principe de l’HPLC repose sur les interactions différentielles entre les analytes, la phase mobile (liquide, souvent un mélange eau/solvant organique) et la phase stationnaire (matériau contenu dans la colonne chromatographique). Les analytes sont séparés selon leur polarité, leur hydrophobicité, leur masse molaire ou encore leur affinité avec la colonne. Différents modes chromatographiques sont possibles selon la nature de la phase stationnaire : phase inverse (C18), la plus courante, phase normale, échange d’ions pour les composés ioniques, ou exclusion stérique (SEC) pour les polymères et macromolécules. Pour optimiser la séparation, plusieurs paramètres doivent être rigoureusement contrôlés : la composition et le débit de la phase mobile, la température de la colonne, le type d’injection (manuel ou automatique), et le volume d’échantillon introduit. Le système de détection joue un rôle clé dans la performance de l’analyse HPLC. Le détecteur à barrette de diodes (DAD) permet une détection multi-longueur d’onde, utile pour obtenir à la fois des données quantitatives et spectrales sur les composés absorbant en UV-visible. Le détecteur UV-Vis, plus simple, reste très efficace pour les composés ayant des groupements chromophores. Pour les analytes non chromophores, comme les sucres ou les alcools, on utilise plutôt un détecteur réfractométrique (RI), bien que celui-ci soit plus sensible aux variations de température. Le détecteur de fluorescence (FLD) est quant à lui extrêmement sensible pour les analytes naturellement fluorescents ou dérivés, et très utilisé en pharmacologie, bioanalyse ou dans l’environnement. Enfin, pour les analyses les plus poussées, notamment dans des matrices complexes à très faibles concentrations, l’HPLC peut être couplée à la spectrométrie de masse (MS), qui permet une identification moléculaire par le rapport masse/charge (m/z). Parmi les technologies de pointe, on retrouve l’analyse TOF (Time-of-Flight), la trappe ionique, les analyseurs quadrupolaires, et surtout l’Orbitrap, qui offre une résolution et une précision extrêmes, idéales pour la métabolomique, la protéomique ou le suivi de médicaments à l’état de trace.

=> Situation : L’ICP-OES (Inductively Coupled Plasma - Optical Emission Spectrometry) est une technique analytique utilisée pour la détection et la quantification des éléments métalliques et non métalliques dans diverses matrices, notamment les eaux, les sols, les alliages métalliques et les produits industriels. => Tâches : Cette méthode permet d’analyser des métaux tels que l’argent, le zirconium, le chrome et le cuivre à de très faibles concentrations, de l’ordre du µg/L. Elle est particulièrement prisée pour sa rapidité d’analyse, sa sensibilité élevée et sa capacité à mesurer plusieurs éléments simultanément. => Actions : L’ICP-OES repose sur la mesure des émissions lumineuses caractéristiques des atomes après leur excitation par un plasma induit à haute température (7000 à 8000 K). 1. Nébulisation et Formation de l’Aérosol • L’échantillon liquide est transformé en aérosol fin par le nébuliseur, qui génère un mélange de gaz et de gouttelettes liquides. • Cet aérosol est acheminé vers la chambre de nébulisation, où les gouttelettes trop grosses sont éliminées pour éviter toute instabilité du plasma. 2. Excitation et Émission dans le Plasma • L’aérosol filtré est injecté dans le plasma d’argon à haute température, où le solvant s’évapore et les analytes sont transformés en particules de sel microscopiques, puis en atomes et ions excités. • Ces espèces excitées retournent à leur état fondamental en émettant une lumière caractéristique, avec des longueurs d’onde spécifiques à chaque élément. 3. Détection et Analyse des Longueurs d’Onde • La lumière émise est captée et analysée par un polychromateur, qui sélectionne différentes longueurs d’onde correspondant aux éléments présents. • Un barboteur est utilisé pour purifier le gaz d’argon et garantir la stabilité du plasma. • La méthode permet d’effectuer trois lectures par échantillon en seulement deux minutes, ce qui permet d’obtenir un écart-type et une droite de calibration linéaire avec un R² évaluant la précision de l’analyse. => Facteurs Clés pour une Analyse Fiable • Utilisation d’une gamme d’étalonnage pour calibrer l’appareil et assurer la linéarité des mesures. • Changement de longueur d’onde de travail en fonction de la concentration des analytes pour éviter les erreurs de saturation ou de détection trop faible. • Vérification avec un échantillon témoin pour identifier d’éventuelles interférences spectrales et s’assurer que l’élément analysé est bien à sa raie d’émission d’origine. • Surveillance de la stabilité du plasma et entretien du système de nébulisation pour garantir des résultats reproductibles.

=> Situation : L’ICP-MS est n instrument de haute précision, utilisé pour l’analyse d’éléments traces. Du fait de sa sensibilité extrême, il est sujet à des dérives ou contaminations si un entretien rigoureux n’est pas assuré. La qualité des résultats et la durée de vie de l’appareil dépendent directement de la maintenance préventive et corrective effectuée régulièrement. => Tâches : L’objectif est de : - Garantir la fiabilité et la stabilité des résultats analytiques. - Prévenir les pannes et maintenir la performance du système. - Assurer une ionisation stable et une transmission optimale des ions. - Réduire les risques de contamination, colmatage ou perte de sensibilité. => Actions : 1. Vérification des Composants Clés - État des tuyaux : Contrôle du bon débit des échantillons pour éviter tout colmatage ou variation de pression. - Torche à plasma : Vérification de l’absence de corrosion ou d’endommagement pour éviter les interférences et assurer une ionisation stable. - Cônes (d’échantillonnage et de skimmer) : Surveillance de l’oxydation à l’aide d’un insert placé derrière un des cônes, afin d’éviter toute perte de transmission des ions. 2. Calibration et Réglage du Système - Injection d’une solution TUNE spécifique permettant le recalibrage des pics en fonction de leur masse et intensité. - Contrôle de la sensibilité aux oxydes : Vérification du rapport césium oxydé/césium (CsO+/Cs+), car le césium est un indicateur clé de la formation d’oxydes en raison de sa forte affinité avec l’oxygène. - Optimisation des conditions analytiques pour minimiser les interférences spectrales et assurer une séparation efficace des ions. 3. Prévention et Résolution des Problèmes - Utilisation d’eau ultra-pure pour purifier le système et éliminer les interférences ioniques. - Nettoyage régulier des cônes et du nébuliseur afin d’assurer un passage optimal des ions et éviter l’accumulation de résidus. - Contrôle de la stabilité du plasma et ajustement des paramètres en fonction des variations détectées lors des analyses.

=> Situation : La SPME-GC-MS est une technique combinant une extraction en phase solide (SPME) avec une analyse chromatographique en phase gazeuse couplée à un spectromètre de masse (GC-MS). Elle est principalement utilisée pour l’identification et la quantification des composés volatils et semi-volatils dans des matrices complexes telles que les produits alimentaires, les arômes, les cosmétiques, l’environnement et les échantillons biologiques. Elle est idéale lorsqu’on recherche une méthode sans solvant, sensible, rapide et automatisable. => Tâches : L’objectif est de : - Extraire et concentrer les analytes volatils sans étape de préparation lourde. - Identifier et quantifier ces composés avec précision grâce à la séparation chromatographique et à l’analyse par spectrométrie de masse. - Optimiser la reproductibilité et la sensibilité de l’analyse, tout en évitant les contaminations croisées. => Actions : La SPME repose sur l’adsorption des analytes par une fibre recouverte d’un polymère adsorbant, qui est insérée dans la phase gazeuse d’un flacon d’échantillon (headspace). Les étapes de la technique sont les suivantes : - Incubation et agitation : L’échantillon est chauffé pour favoriser la libération des composés volatils. - Extraction par la fibre SPME : La fibre est exposée dans le flacon, absorbant les analytes présents dans l’espace de tête (headspace). - Désorption thermique : La fibre est insérée dans l’injecteur du GC, où la chaleur libère les analytes, qui sont ensuite séparés par chromatographie. - Analyse GC-MS : Les analytes sont détectés en fonction de leur temps de rétention et de leur rapport masse/charge (m/z), permettant leur identification. *Maintenance : - Stockage approprié des fibres SPME pour éviter toute contamination de l’air ambiant. - Nettoyage et remplacement régulier des fibres en fonction du nombre d’utilisations recommandé par le fabricant. - Contrôle de la reproductibilité des analyses à l’aide de blancs analytiques et d’échantillons standards. - Entretien de l’injecteur du GC et de la colonne pour éviter les contaminations croisées et assurer la robustesse des analyses.

=> Situation : La SPE est une technique couramment utilisée pour la purification, la séparation et la concentration des analytes en éliminant les interférences présentes dans la matrice de l’échantillon. Elle est particulièrement utile pour les analyses environnementales, pharmaceutiques et alimentaires, ainsi que pour les préparations d’échantillons avant une analyse en chromatographie liquide couplée à la spectrométrie de masse (LC-MS/MS). => Tâches : L’objectif est de : - Isoler sélectivement les analytes cibles d’une matrice complexe. - Réduire les interférences susceptibles de fausser l’analyse finale. - Améliorer la sensibilité et la précision des mesures analytiques post-extraction. => Actions : La SPE repose sur l’interaction entre une phase stationnaire (cartouche d’extraction) et une phase mobile (échantillon). La cartouche contient un matériau adsorbant spécifique permettant une rétention sélective des analytes. La procédure suit cinq étapes principales : - Conditionnement de la cartouche : Activation de la phase stationnaire avec un solvant compatible. - Dépôt de l’échantillon : Passage de l’échantillon à travers la cartouche, où les analytes d’intérêt sont retenus. - Lavage : Élimination des impuretés et des interférents à l’aide d’un solvant spécifique. - Séchage : Évaporation du solvant pour éviter toute dilution lors de l’élution. - Élution : Utilisation d’un solvant adapté pour récupérer les analytes ciblés. - Après l’extraction, l’échantillon est concentré avant analyse pour améliorer la sensibilité et la précision des résultats. *Maintenance : - Vérification et remplacement des cartouches SPE usagées. - Utilisation de solvants adaptés pour éviter la contamination croisée. - Nettoyage et entretien du matériel pour garantir la reproductibilité des résultats. - Contrôle de l’efficacité d’extraction via des tests de récupération sur des échantillons standards.

=> Situation : Le TD-GC-MS (Thermal Desorption - Gas Chromatography - Mass Spectrometry) est une technique analytique utilisée pour l’analyse des composés volatils et semi-volatils dans dans des échantillons issus de l’environnement, de l’agroalimentaire, des matériaux ou du secteur pharmaceutique. C’est une technique sensible, sélective et adaptée à des matrices complexes. => Tâches : L’objectif est de : - Extraire, séparer et identifier les composés volatils présents dans un échantillon. - Assurer une analyse précise, reproductible et fiable via un système à haute performance. - Maintenir et calibrer les composants critiques pour préserver la sensibilité et l'exactitude des mesures. => Actions: L’échantillon est d’abord désorbé thermiquement dans un module de désorption thermique (TD), puis injecté dans la chromatographie en phase gazeuse (GC) pour séparation. Les composés séparés sont ensuite analysés par la spectrométrie de masse (MS), où ils subissent une ionisation avant d’être détectés et identifiés en fonction de leur rapport masse/charge (m/z). *Types de détection et composition du système : 1) Filament céramique (Source d’ionisation par impact électronique - EI) Le filament céramique génère un faisceau d’électrons qui impacte les molécules issues de la colonne GC, provoquant leur fragmentation en ions caractéristiques. Cette étape est essentielle pour l’identification des composés grâce aux spectres de masse obtenus. 2) Source et ses composants La source d’ionisation est maintenue en place grâce à une hélice permettant de stabiliser les différentes parties du support. Elle comprend plusieurs éléments essentiels : - Le repeller : chargé positivement, il repousse les ions nouvellement formés pour les guider vers le système d’analyse. - Lentille 1 : chargée négativement, elle accélère les ions. - Lentille 2 : concave, elle concentre le faisceau ionique pour améliorer la résolution. - Lentille 3 : elle focalise les ions et les envoie vers le préfiltre. 3) Préfiltre et multiplicateur d’électrons - Préfiltre : permet d’éliminer les ions neutres, garantissant une meilleure sélectivité en ne laissant passer que les ions chargés vers le détecteur. - Multiplicateur d’électrons : amplifie le signal ionique en appliquant une tension élevée pour générer un spectre de masse exploitable. 4) Système sous vide et calibrant - Porte de la source MS : essentielle car la spectrométrie de masse fonctionne sous vide poussé, évitant ainsi les interférences avec les molécules d’air. - Calibrant (Perfluortributylamine - PFTBA) : utilisé pour la calibration du spectromètre de masse, générant cinq pics caractéristiques servant de référence pour garantir la précision et l’exactitude des analyses. *Maintenance et optimisation : L’entretien du TD-GC-MS est crucial pour garantir la précision des analyses et la longévité des équipements. Il inclut : - Nettoyage et vérification régulière du filament céramique pour éviter l’encrassement. - Contrôle des lentilles (repeller, focalisation) pour garantir un guidage optimal des ions. - Vérification et calibration du préfiltre et du multiplicateur d’électrons afin d’assurer une détection fiable. - Entretien du système sous vide en vérifiant l’intégrité des joints et le bon fonctionnement des pompes. - Calibrations périodiques avec le PFTBA pour garantir la justesse des spectres de masse obtenus.

=> Situation : L’ICP-MS (Inductively Coupled Plasma Mass Spectrometry) est une technique analytique de haute précision permettant la détection et la quantification d’éléments à l’état de trace et ultra-trace dans divers types d’échantillons (environnementaux, biologiques, industriels, pharmaceutiques). Cette méthode est largement utilisée en contrôle qualité, analyses environnementales, recherche en toxicologie et sciences des matériaux, grâce à sa sensibilité élevée et sa large gamme de détection. => Tâches : L’objectif est de détecter et quantifier de très faibles concentrations d’éléments, parfois à des niveaux de l’ordre du ppt (partie par trillion). Il s’agit aussi de garantir une haute sélectivité et une résolution suffisante pour séparer les éléments d’intérêt des interférences potentielles. => Actions : L’ICP-MS repose sur le couplage entre une torche à plasma à couplage inductif (ICP) et un spectromètre de masse (MS), qui filtre et sélectionne les ions en fonction de leur rapport masse/charge (m/z). Le déroulement analytique suit plusieurs étapes : • Introduction de l’échantillon : L’échantillon est introduit sous forme liquide dans l’appareil via une pompe péristaltique. Il est ensuite transformé en aérosol fin par un nébuliseur, situé dans la chambre de Scott. • Formation et ionisation dans la torche à plasma : Seules les gouttelettes inférieures à 10 µm atteignent la torche à plasma, composée d’argon ionisé. Sous l’effet de la température élevée du plasma (≈ 6000-10 000 K), l’échantillon est successivement atomisé, vaporisé et ionisé, transformant ainsi les éléments en ions libres. • Focalisation et séparation des ions : Les ions produits sont dirigés vers la zone de l’interface, où ils passent à travers deux cônes : 1) Cône d’échantillonnage : Aspire une fraction du plasma et focalise les ions. 2) Cône de skimmer : Sépare les éléments neutres des ions, tout en maintenant une pression réduite. • Séparation et détection des ions : Les ions focalisés sont guidés par un système de lentilles collimatrices, puis envoyés vers un quadrupôle (ou autre analyseur de masse). Le quadrupôle filtre les ions en fonction de leur rapport masse/charge (m/z) et génère un chromatogramme de masse, permettant d’identifier et quantifier les éléments présents.

=>Situation : L’ICP-MS (Inductively Coupled Plasma - Mass Spectrometry) est une technique d’analyse élémentaire très sensible, mais les matrices complexes peuvent affecter la stabilité du plasma et compromettre la qualité des analyses. La dilution par gaz d’argon (AGD) est une solution permettant d’analyser directement des échantillons à matrice élevée sans dilution préalable, améliorant ainsi la tolérance de la matrice et la robustesse du plasma. => Tâches: L’objectif est de : - Améliorer la tolérance du système aux matrices complexes. - Réduire la préparation manuelle des échantillons (moins de risques de contamination ou d’erreurs). - Maintenir la qualité, la stabilité et la reproductibilité des résultats. - Limiter la maintenance liée aux dépôts et à l’encrassement. => Actions : L’AGD repose sur un débit de nébuliseur réduit et un flux d’argon supplémentaire. Ce gaz vient diluer l’aérosol de l’échantillon entre la chambre de pulvérisation et la torche, réduisant ainsi la charge matricielle introduite dans le plasma. Les réglages de la source (SourceTuneAGD) sont modifiés pour optimiser le débit du gaz de dilution (~40%) et ajuster le débit du nébuliseur, permettant ainsi de modifier le facteur de dilution en temps réel.

L’analyse des allergènes repose sur deux grandes familles de techniques : les méthodes chimiques, qui permettent d’identifier et de quantifier les substances allergènes dans les produits, et les méthodes biologiques, qui évaluent la réaction immunitaire déclenchée chez les individus sensibles. Sur le plan chimique, la méthode de référence est la chromatographie en phase gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS), une technique performante pour la séparation, l’identification et la quantification des composés volatils, couramment utilisés comme parfums dans les cosmétiques (limonène, benzyl alcool, citronellol, coumarine, etc.). L’échantillon est souvent préparé par extraction liquide à l’aide de solvants comme l’éthanol ou le dichlorométhane, bien que ces solvants puissent entraîner des pertes par évaporation. Des dispositifs comme le TDU (Thermal Desorption Unit) permettent une désorption directe des composés volatils sans étape de solvant, réduisant ainsi les pertes analytiques. L’analyse repose ensuite sur une gamme d’étalonnage multiconcentration (1, 10, 100 ppm) pour assurer la précision du dosage, même à faible teneur.

=>Chromatographie : principes : En chromatographie, un échantillon est entraîné par une phase mobile (liquide ou gazeuse) à travers une phase stationnaire. Les différents composés migrent à des vitesses différentes selon leur affinité avec les deux phases, ce qui permet leur séparation. On obtient un chromatogramme, représentant le signal du détecteur en fonction du temps. Le temps de rétention (TR) indique à quel moment chaque composé atteint le détecteur. Le facteur de rétention (k') et la résolution (Rs) permettent d’évaluer la qualité de la séparation. Une bonne résolution (Rs > 1,5) indique des pics bien séparés. =>Paramètres d’efficacité chromatographique: L’efficacité d’une colonne chromatographique se mesure par le nombre de plateaux théoriques (N). Plus N est élevé, plus la colonne est performante. On évalue également la forme des pics (symétrie, traînée), car une mauvaise forme peut indiquer une surcharge ou un problème de colonne. L’élargissement des pics, inévitable, provient de plusieurs phénomènes modélisés par l'équation de Van Deemter, qui introduit trois termes : • A (diffusion d’Eddy, liée au remplissage), • B/u (diffusion longitudinale), • C×u (résistance au transfert de masse). L’objectif est de trouver un débit optimal pour minimiser la valeur de HEPT (hauteur équivalente à un plateau théorique) et ainsi améliorer la séparation. =>Chromatographie en phase gazeuse (GC): En GC, la phase mobile est un gaz inerte (souvent l’hélium ou l’azote) et la phase stationnaire est une colonne contenant soit un liquide fixé sur un support solide (gaz-liquide), soit une matière adsorbante (gaz-solide). L’injecteur vaporise l’échantillon, qui est ensuite entraîné par le gaz dans la colonne. Le choix de la colonne (capillaire ou remplie), de sa longueur, épaisseur du film, diamètre interne, et de la polarité de la phase stationnaire est essentiel pour adapter la séparation à la nature des analytes. =>Techniques d’injection et préparation des échantillons: L’injection peut être réalisée en mode split (seule une fraction de l’échantillon entre dans la colonne) ou splitless (l’ensemble est introduit, utile pour les composés peu volatils). Des techniques comme la dérivation chimique (ex : silylation) sont parfois nécessaires pour rendre les composés plus volatils ou thermiquement stables. Des outils comme la SPME (Solid Phase Microextraction) permettent d’extraire et d’injecter les analytes en une seule étape, sans solvant. => Détecteurs en GC: Parmi les détecteurs les plus utilisés : • FID (Flame Ionization Detector) : très sensible pour les composés organiques. • TCD (Thermal Conductivity Detector) : universel mais moins sensible. • ECD (Electron Capture Detector) : spécifique pour les halogènes, très sensible. • NPD (Nitrogen Phosphorus Detector) : spécifique des composés azotés et phosphorés. Le choix dépend de la nature chimique des analytes. => Chromatographie liquide haute performance (HPLC): En HPLC, la phase mobile est un liquide sous pression élevée (jusqu’à plusieurs centaines de bars), et la phase stationnaire est généralement une silice greffée avec des chaînes hydrophobes (C18 par exemple). Les types de chromatographie incluent : • Phase inverse (RP) : analytes polaires retenus plus longtemps. • Phase normale : phase stationnaire polaire. • Échange d’ions, exclusion stérique et HILIC (interaction hydrophile). =>Paramètres influents en HPLC: Les performances de la séparation dépendent : • de la taille des particules (plus elles sont petites, plus la séparation est efficace), • du débit, • du pH de la phase mobile, qui influence l’ionisation des analytes, • et de la composition du solvant, qui peut évoluer en mode gradient. Des colonnes modernes (UPLC, particules sub-2 µm, colonnes solides-poreuses) permettent des séparations plus rapides et plus résolutives. => Détection en HPLC: Plusieurs types de détecteurs sont utilisés : • UV-Visible : mesure de l’absorbance des analytes chromophores. • Fluorescence : très sensible pour certains analytes spécifiques. • Réfractométrique, ampérométrique, évaporatif (ELSD) ou aérosol chargé (CAD) : pour des composés sans chromophores. • LC-MS (couplage avec la spectrométrie de masse) : permet une détection très sensible et spécifique. =>Spectrométrie de masse : principe et composants: La spectrométrie de masse permet d’identifier une molécule selon son rapport masse/charge (m/z). Elle se compose de : 1. Source d’ions : ionisation (par EI, ESI, MALDI, etc.). 2. Analyseur : séparation des ions (quadripôle, TOF, Orbitrap…). 3. Détecteur : mesure de l’intensité du signal. 4. Système de traitement des données : génération du spectre. Les ions formés peuvent être mono- ou multichargés, et la fragmentation permet d’obtenir des informations structurales. Des analyseurs comme le quadripôle, le TOF, ou l’Orbitrap permettent des résolutions différentes selon les besoins. Les données sont interprétées via des spectres de masse, dont les pics correspondent aux ions formés et fragmentés.

Le principe du dosage potentiométrique à l’aide d’une électrode spécifique repose sur la mesure d’un potentiel électrique généré par une différence de concentration en ions entre une solution interne et l’échantillon à analyser. Dans ce TP, l’électrode utilisée est sélective aux ions fluorure (F⁻) grâce à une membrane en fluorure de lanthane (LaF₃) dopée à l’europium, qui ne laisse passer que ces ions. À l’intérieur de l’électrode se trouve une électrode de référence interne Ag/AgCl immergée dans une solution contenant F⁻. En contact avec l’échantillon, la membrane établit une différence de potentiel proportionnelle au logarithme de l’activité des ions fluorure dans la solution, selon une relation proche de l’équation de Nernst. Ce potentiel est mesuré à courant nul entre l’électrode de travail (spécifique) et une électrode de référence externe (calomel saturé). L’intensité du signal obtenu est ainsi directement liée à la concentration de fluorures libres dans le milieu. Pour garantir la stabilité et la justesse de la mesure, on utilise un tampon TISAB, qui contrôle le pH, maintient une force ionique constante et empêche la formation de complexes avec d'autres ions. Cette configuration permet une détection rapide, sélective et non destructive des ions fluorure dans divers échantillons, comme les dentifrices. L’objectif de cette séance était double. D’une part, il s’agissait de vérifier la linéarité de réponse de l’électrode en fonction de la concentration en ions fluorure, ainsi que sa sélectivité. D’autre part, les étudiants devaient quantifier la concentration d’ions fluorure dans un dentifrice selon deux approches : par étalonnage externe et par méthode des ajouts dosés, cette dernière étant particulièrement adaptée lorsqu’il existe un risque d’effet de matrice (présence d'autres composants susceptibles d'interférer dans la mesure). La démarche expérimentale a débuté par la préparation d’une gamme d’étalonnage avec des solutions étalons allant de 10⁻³ M à 10⁻⁶ M en ions fluorure. Le milieu de mesure contenait un tampon TISAB, dont la fonction est de maintenir la force ionique constante, de stabiliser le pH autour de 5,5, et d’éviter la complexation des fluorures grâce à un agent complexant. Les potentiels ont ensuite été mesurés pour chaque solution standard à l’aide de l’électrode spécifique (membrane LaF₃ dopée Eu²⁺) et une électrode de référence (calomel saturé). La courbe ΔE = f(ln[F⁻]) a permis de valider la linéarité entre 10⁻³ et 10⁻⁵ M, en excluant les valeurs trop faibles, en dehors de la plage linéaire. Ensuite, un échantillon de dentifrice a été préparé par digestion acide (HCl 37 %, chauffage), suivi d’une dilution à 1 L. Le potentiel mesuré a permis, via l’équation de la droite d’étalonnage, d’obtenir une concentration de 2,1 × 10⁻² M en ions fluorure, avec une incertitude de 0,0013 M. Dans un second temps, la méthode des ajouts dosés a été réalisée : l’échantillon de dentifrice a été enrichi par incréments d’un volume connu d’une solution mère à 0,1 M, et les potentiels ont été mesurés à chaque ajout. L’extrapolation de la courbe obtenue a permis de calculer une concentration initiale de fluorures égale à 2,8 × 10⁻² ± 0,002 M, soit une masse de 5,32 mg pour 10 mL de solution analysée. Ce résultat donne un rendement analytique de 73,4 %, supérieur à celui obtenu par étalonnage externe (54,9 %), ce qui confirme que la méthode des ajouts dosés est plus fiable en présence d’effets de matrice, comme c’est le cas ici avec les composants complexes du dentifrice.

Maîtrise des techniques de mesure du pH pour assurer la conformité des échantillons, de l’analyse de la viscosité pour évaluer la fluidité et la consistance des produits, ainsi que de la détermination du point éclair pour garantir la sécurité et la stabilité des substances inflammables. Capacité à calibrer, entretenir et utiliser ces instruments afin d’obtenir des résultats fiables et reproductibles, conformes aux normes en vigueur.

1. Introduction générale La RMN est une technique spectroscopique puissante permettant d’obtenir des informations structurales fines sur les molécules contenant des noyaux à spin non nul. Elle est utilisée en chimie, biologie, pharmacie, pour l’analyse de mélanges, la détermination de conformations, d’interactions moléculaires et de dosages. La RMN peut être appliquée à l’état liquide ou solide, en 1D ou en 2D, selon les besoins. 2. Principe physique de la RMN Certains noyaux atomiques possèdent un moment magnétique µ lié à leur spin I. Lorsqu’un tel noyau est placé dans un champ magnétique B0, ses niveaux d’énergie se scindent (effet Zeeman). Il existe une résonance lorsque l’énergie apportée par un rayonnement radiofréquence est égale à l’écart entre deux niveaux : ΔE = hν0 = γℏB0. La RMN repose sur cette transition et la détection du signal émis lors du retour à l’équilibre (relaxation). 3. Propriétés des noyaux observables en RMN Tous les noyaux n’ont pas un signal RMN observable. Il faut : • Un spin I différent de 0 (I = 1/2, 1, 3/2, etc.) • Une abondance naturelle suffisante Exemples : 1H (I = 1/2), 13C (I = 1/2), 19F, 31P sont observables ; 12C ou 16O (I = 0) ne le sont pas. 4. Mouvement des noyaux et résonance Dans un champ B0, les noyaux se comportent comme de petits gyroscopes qui précessent autour de l’axe du champ à une fréquence appelée fréquence de Larmor : ν0 = (γ / 2π) B0. La résonance est atteinte lorsqu’un champ B1 de fréquence ν0 est appliqué perpendiculairement à B0, provoquant la bascule des spins et l'émission d'un signal lors de la relaxation. 5. Le déplacement chimique (δ) Chaque noyau RMN est influencé par son environnement électronique. Cela modifie la valeur du champ effectif ressenti (Bₑ = B0(1 - σ)), où σ est la constante d’écran. Le déplacement chimique δ est mesuré par rapport à une référence (TMS pour le 1H) en ppm : δ = ( ν - νref ) / ν0 × 10⁶. Il est caractéristique du type de noyau et de son environnement chimique. 6. Facteurs influençant le déplacement chimique • Effet électronique : atomes électronégatifs déblindent les noyaux voisins. • Effet mésomère : résonance, conjugaison, aromaticité • Anisotropie magnétique : champs induits par des cycles, doubles liaisons, groupes carbonyles, etc. • Effets de solvant, température, concentration 7. Le couplage spin-spin (constantes J) Les noyaux voisins interagissent via leurs spins (couplage scalaire). Cela crée un dédoublement des signaux (doublet, triplet, quadruplet...). Le nombre de pics et leurs intensités suivent la règle de Pascal. La constante de couplage J (en Hz) reflète la distance (en nombre de liaisons) et la géométrie entre les noyaux couplés. 8. Types de spectres RMN 1D • RMN du proton (1H) : très sensible, détaille la structure fine des composés organiques. • RMN du carbone 13 (13C) : peu sensible, mais très utile pour la détermination du squelette carboné. Utilisation fréquente du découplage protonique pour simplifier les spectres. 9. RMN 2D : corrélations Les spectres RMN 2D permettent de visualiser les corrélations entre noyaux : • COSY : couplage H-H (homonucléaire) • HSQC, HMQC : couplage direct H-C (hétéronucléaire) • HMBC : couplage longue distance H-C (2-3 liaisons) • NOESY/ROESY : interactions spatiales (effet Overhauser)

1. Introduction générale La spectroscopie infrarouge est une technique analytique puissante basée sur l'étude de l'interaction entre la matière et le rayonnement électromagnétique dans le domaine de l'infrarouge. Elle permet notamment d'identifier des composés organiques et inorganiques à partir de leur spectre d'absorption. Chaque molécule possède une sorte d'« empreinte digitale » dans l'infrarouge, caractéristique de ses groupements fonctionnels et de sa structure. 2. Principe physique de la spectroscopie IR Lorsqu'une molécule est exposée à un rayonnement infrarouge, elle peut absorber l'énergie lumineuse si la fréquence du rayonnement correspond à la fréquence propre de vibration d'une liaison chimique. Cette absorption entraîne des transitions vibrationnelles entre niveaux d'énergie. Pour qu'une vibration soit active en IR, elle doit provoquer une variation du moment dipolaire de la molécule. 3. Le spectre électromagnétique et domaine infrarouge Le domaine infrarouge est divisé en trois zones : • Proche IR : 0,8 à 2,5 µm (12500 à 4000 cm⁻¹) • Moyen IR : 2,5 à 25 µm (4000 à 400 cm⁻¹) → le plus utilisé en analyse • Lointain IR : 25 à 1000 µm (400 à 10 cm⁻¹) La longueur d’onde (l) et la fréquence (ν) sont reliées par l'équation c = ν × l, et l’énergie d’un photon est donnée par E = hν. 4. Vibrations moléculaires Les atomes d’une molécule peuvent être modélisés comme des sphères reliées par des ressorts (liaisons). Deux grands types de vibrations existent : • Vibrations d’allongement (valence) : élongation symétrique ou asymétrique des liaisons. • Vibrations de déformation (bending) : cisaillement, balancement, torsion, rotation plane. Le nombre total de vibrations pour une molécule non linéaire à N atomes est égal à 3N - 6 (ou 3N - 5 si elle est linéaire). 5. Modèles d’interprétation • Modèle classique : repose sur le modèle de l’oscillateur harmonique. La fréquence de vibration dépend de la constante de force (k) et de la masse réduite des atomes. • Modèle quantique : les niveaux d'énergie sont discrets, définis par En = (n + ½) hν. Seules certaines transitions sont permises (Δn = ±1). 6. Spectre IR : lecture et régions Le spectre infrarouge se présente sous forme de % de transmission en fonction du nombre d’onde (en cm⁻¹). Deux grandes zones sont distinguées : • Au-dessus de 1500 cm⁻¹ : région des élongations de valence, utile pour identifier les groupements fonctionnels. • En dessous de 1500 cm⁻¹ : région dite empreinte digitale (fingerprint), propre à chaque molécule. 7. Appareillage Deux types principaux de spectrophotomètres existent : • Spectromètre dispersif : avec monochromateur, miroir mobile, source chauffante. • Spectromètre à transformée de Fourier (FTIR) : interféromètre de Michelson, très rapide et précis. Le spectre est obtenu par transformée mathématique de l’interférogramme, enregistré lors du balayage. 8. Critères d’absorption IR Une liaison chimique n’est observable en IR que si : • Elle est polarisée et induit une variation du moment dipolaire pendant la vibration. • La fréquence de la radiation IR correspond à la fréquence de vibration de cette liaison. 9. Exemples de bandes caractéristiques • O-H : 3200-3600 cm⁻¹ (large, intense) • N-H : 3300 cm⁻¹ • C-H (sp²) : 3000-3100 cm⁻¹ ; (sp³) : 2800-3000 cm⁻¹ • C=O : 1650-1750 cm⁻¹ (intense) • C=C : 1600-1680 cm⁻¹ • C≡C, C≡N : 2100-2260 cm⁻¹ • C-O : 1000-1300 cm⁻¹

J’ai développé et validé une méthode analytique en LC-MS-TOF pour la quantification précise de la nicotine, du propylène glycol (PG) et de la glycérine végétale (VG) dans les aérosols d’e-liquides. Ce projet s’inscrit dans la transition du LC-DAD-RI vers un système plus performant, le LC-MS-TOF, qui offre une meilleure sensibilité, une plus grande précision et une identification plus spécifique des molécules grâce à la mesure exacte de la masse. L’objectif était d’optimiser l’analyse pour améliorer la fiabilité des résultats, mieux caractériser les impuretés et répondre aux exigences réglementaires. Dans un premier temps, j’ai mené une recherche bibliographique approfondie afin de déterminer les paramètres analytiques optimaux nécessaires au bon fonctionnement de la méthode, notamment le choix de la colonne, la composition de la phase mobile, la température, le débit, le volume d’injection, ainsi que les conditions d’ionisation en spectrométrie de masse. J’ai également étudié les différentes techniques d’ionisation, en me concentrant sur la source AJS-ESI, afin d’optimiser la détection des analytes et de limiter les interférences potentielles. Ensuite, j’ai procédé à la mise en place d’une gamme étalon de nicotine, essentielle pour assurer une quantification précise. Après plusieurs ajustements, j’ai obtenu une gamme linéaire conforme aux critères de validation. J’ai également sélectionné un étalon interne, la quinoléine, pour améliorer la robustesse des analyses et garantir une correction des variations instrumentales. Pour assurer une calibration précise de l’appareil, j’ai mis en place des masses de correction en mode positif, notamment la purine et le HP-0921, afin d’améliorer la justesse des résultats et la fiabilité des mesures. Par la suite, j’ai procédé aux premières injections d’échantillons d’e-liquides, à différentes concentrations de nicotine (3, 6, 12, 16 et 18 mg/mL), afin de vérifier la cohérence des résultats obtenus par rapport à la gamme étalon. Cette étape a permis d’évaluer la reproductibilité des analyses et de s’assurer que la méthode développée permettait une quantification précise de la nicotine dans les e-liquides. En parallèle, j’ai commencé le développement de la quantification du PG et du VG. Cependant, j’ai rencontré des problèmes techniques liés à l’obstruction de la colonne, ce qui empêchait la détection correcte des analytes. Cette difficulté a nécessité une nouvelle phase de recherche bibliographique, ainsi que des contacts avec des fournisseurs pour identifier des solutions adaptées. Après analyse, une nouvelle colonne a été sélectionnée et commandée, et une série de tests a été mise en place pour optimiser les paramètres chromatographiques et la préparation des échantillons. Cette étape a été cruciale pour garantir la fiabilité des résultats et éviter les interférences potentielles dues à la matrice complexe des e-liquides. Parallèlement à ces optimisations, j’ai réalisé la validation intra-laboratoire de la méthode de quantification de la nicotine. Cette validation a inclus plusieurs tests de performance : • Evaluation de la linéarité et la précision • Évaluation de la justesse (sensibilité et spécificité), • Analyse de la fidélité (reproductibilité et répétabilité des mesures), • Détermination des limites de quantification et de détection, afin d’établir les seuils minimums détectables par la méthode. Une fois la validation terminée, la méthode de quantification de la nicotine a été mise en place pour une utilisation en routine dans le cadre du contrôle qualité des e-liquides. En parallèle, les ajustements pour la quantification du PG et du VG sont toujours en cours afin d’obtenir des performances analytiques similaires à celles de la nicotine.

Expérience approfondie en GC-FID avec injection Headspace, notamment pour l’analyse des arômes. Maîtrise des différentes étapes de l’analyse, de l’optimisation des paramètres chromatographiques à l’interprétation des résultats. Compétences en maintenance et entretien des équipements, incluant le changement de colonne, l’entretien du détecteur à ionisation de flamme (FID) et du générateur d’hydrogène, ainsi que la maintenance de l’aiguille et le remplacement du septum. Expertise dans l’utilisation du logiciel Alphasoft, notamment pour la programmation de séquences, le traitement des données et l’édition des fiches de validation, garantissant des analyses fiables et conformes aux exigences qualité. Maîtrise du principe du Headspace, une technique d’injection en chromatographie en phase gazeuse (GC) permettant d’analyser les composés volatils sans injection directe de la matrice, optimisant ainsi la fiabilité et la reproductibilité des résultats.

Expérience en GC-MS pour l’analyse des composés volatils, avec une maîtrise des méthodes d’identification et de quantification des analytes. Compétences en maintenance et entretien des équipements, incluant le changement de colonne, le nettoyage de la source à l’alumine, ainsi que le remplacement de pièces essentielles telles que le repeller et les lentilles. Bonne connaissance des différentes pièces constituant la source, notamment leur rôle dans l’ionisation et la transmission des ions vers l’analyseur. Expertise dans l’utilisation du logiciel Turbomass, avec une parfaite maîtrise de la programmation des séquences et du traitement des données, garantissant des résultats fiables et reproductibles. Compréhension approfondie du principe et du fonctionnement de la source à impact électronique (EI), où un faisceau d’électrons à haute énergie bombarde les molécules de l’échantillon, entraînant leur ionisation par perte d’un électron. Cette technique, largement utilisée en spectrométrie de masse, permet d’obtenir des spectres de fragmentation reproductibles, facilitant ainsi l’identification précise des composés grâce aux bibliothèques de spectres de masse.

La purification et l’analyse des enzymes sont des étapes fondamentales dans l’étude des biomolécules, notamment en recherche biomédicale ou en biotechnologie. Le TP réalisé portait sur la purification de deux enzymes : la GAPDH (Glycéraldéhyde-3-phosphate déshydrogénase), enzyme native extraite de muscle d’esturgeon, et la nitroréductase, enzyme recombinante de Bacillus subtilis exprimée dans E. coli. L’objectif était de comparer deux méthodes de purification différentes – précipitation au sel pour la GAPDH et chromatographie d’affinité (IMAC) pour la nitroréductase – et d’évaluer leur efficacité via l’activité enzymatique, l’activité spécifique et une analyse par SDS-PAGE. Pour la GAPDH, la purification a été réalisée par ajout progressif de sulfate d’ammonium, provoquant la précipitation des protéines selon leur solubilité. Des étapes de centrifugation successives ont permis de séparer les fractions riches en protéines solubles. Une dialyse a ensuite été menée pour éliminer le sel résiduel. À chaque étape, la concentration protéique a été déterminée par le test de Bradford, et l’activité enzymatique mesurée par spectrophotométrie à 340 nm, en suivant la formation de NADH. Les résultats ont montré une diminution attendue de la quantité de protéines totales et de l’activité enzymatique brute, mais une augmentation de l’activité spécifique jusqu’à la deuxième centrifugation. Toutefois, une erreur lors de la troisième centrifugation (dilution accidentelle par de la glace) a compromis la fiabilité des résultats finaux. Le gel SDS-PAGE a révélé quelques bandes correspondant à différentes tailles moléculaires, dont celle attendue pour la GAPDH (~37 kDa), bien que la qualité du gel ait été affectée par des erreurs techniques (surdépôt, manque de concentration, coloration insuffisante). En parallèle, la purification de la nitroréductase a été réalisée via une chromatographie d’affinité, tirant parti de la présence d’une étiquette polyhistidine (His-tag) en N-terminal. Cette étiquette permet la fixation de l’enzyme sur une résine chélatée au nickel. L’élution a été faite avec un gradient d’imidazole, permettant de récupérer les protéines selon leur affinité. Les fractions ont été sélectionnées en fonction de leur couleur jaune, typique des flavoprotéines. L’échantillon 19, visiblement le plus concentré, a montré une forte activité enzymatique et une activité spécifique élevée, confirmant qu’il contenait majoritairement la protéine d’intérêt. Les mesures d’activité enzymatique ont révélé des droites à pente négative, cohérentes avec la consommation de NADPH. Toutefois, les faibles valeurs d’activité obtenues pourraient s’expliquer par des erreurs de manipulation, des temps de réaction trop longs ou un manque d’homogénéité dans les fractions. Le gel SDS-PAGE a montré une bande intense à 27 kDa, masse attendue de la nitroréductase, ainsi qu’une autre bande plus faible vers 23 kDa, pouvant correspondre à une impureté, un fragment dégradé, ou une protéine non spécifique.

Dans ce TP de biologie moléculaire, l’objectif principal était d’évaluer l’efficacité d’un clonage bidirectionnel du gène GFP (Green Fluorescent Protein) dans le vecteur plasmidique pSK, digéré par l’enzyme de restriction BamH I. L’analyse a été réalisée à l’aide de la PCR (Polymerase Chain Reaction), suivie d’une électrophorèse sur gel d’agarose, afin de vérifier la présence et l’orientation du gène inséré. Trois types de plasmides pouvaient être générés à l’issue du clonage : un plasmide sens (colonie fluorescente), un plasmide anti-sens (colonie blanche) et un plasmide vide (colonie bleue). Le TP débute par une analyse théorique des séquences et des oligonucléotides utilisés. Les amorces T3 et T7 se fixent sur le vecteur pSK, tandis que G2 et G3 ciblent le gène GFP. Le choix des paires d’amorces T3+T7 et T3+G2 a permis d’évaluer respectivement les plasmides complets et les plasmides anti-sens. Les tailles attendues des produits PCR variaient entre 0 et 902 pb, selon la combinaison amorce/plasmide. Un tableau de correspondance entre les génotypes et les tailles théoriques a été dressé afin de prédire les résultats électrophorétiques. L’extraction de l’ADN a été réalisée en piquant directement les colonies bactériennes à l’aide d’un cure-dent, puis en les incubant avec une solution de NaOH 1N à 98°C pendant 10 minutes pour provoquer la lyse cellulaire et libérer l’ADN plasmidique. Une dilution au 1/16e a ensuite été réalisée pour éviter l’inhibition de la PCR par l’alcalinité. Le Master Mix PCR a été préparé sur glace afin de conserver l’activité de la Taq polymérase thermostable, en incluant : tampon PCR, dNTP, les amorces (T3/T7 ou T3/G2), ADN polymérase et eau ultrapure. Chaque réaction PCR comprenait 2 µL d’ADN bactérien et 18 µL de Master Mix, répartis sur huit tubes Eppendorf correspondant aux différentes conditions (plasmides + témoins). Les cycles de PCR ont été réalisés dans un thermocycleur selon un programme classique : dénaturation à 94°C, hybridation à 53°C et élongation à 72°C, répétés sur 35 cycles. En parallèle, un gel d’agarose à 1,5 % a été préparé avec du BET (bromure d’éthidium) ajouté à chaud, permettant la détection des acides nucléiques par fluorescence UV. Des puits ont été formés à l’aide d’un peigne, et les échantillons PCR mélangés à un colorant de charge (glycérol + bleu de bromophénol + xylène cyanol) ont été déposés dans les puits. La migration a été effectuée à 120 V en tampon TAE 1X, puis les bandes d’ADN ont été visualisées sous UV. Les résultats ont montré une amplification efficace avec le couple T3+G2 dans le puits correspondant à la colonie blanche (plasmide anti-sens), avec une bande observée à environ 800 pb, proche de la taille attendue (702 pb), bien que légèrement supérieure, ce qui pourrait être dû à une amplification non spécifique, des produits multimériques ou une contamination. Aucune amplification n’a été observée pour les combinaisons avec les plasmides vide ou sens, ce qui était attendu. En revanche, pour le couple T3+T7, aucun produit PCR n’a été détecté, malgré une attente théorique de bandes à 902 pb pour les colonies fluorescentes et blanches, et 171 pb pour la bleue. L’analyse critique a suggéré que l’amorce T7 était probablement non fonctionnelle, étant donné que l’amorce T3 s’est montrée active dans la combinaison T3+G2. Le master mix, la température de PCR ou la conception des amorces pourraient aussi être en cause.

La microbiologie de l’eau est un domaine essentiel dans le contrôle de la qualité sanitaire des milieux aquatiques. Dans le cadre de ce travail pratique, une analyse microbiologique a été menée sur un échantillon d’eau de rivière, afin d’y identifier les micro-organismes présents, d’évaluer leur concentration et d’étudier certaines de leurs caractéristiques physiologiques, notamment leur résistance à des agents toxiques comme le mercure. L’objectif était de mettre en œuvre des méthodes courantes de microbiologie appliquée pour comprendre les enjeux sanitaires liés à la contamination de l’eau par des bactéries potentiellement pathogènes. La première étape du protocole a consisté à concentrer les micro-organismes présents dans l’échantillon par filtration sur membrane Millipore de 0,45 µm. L’eau a été diluée au 1/10 pour limiter la surcharge des milieux de culture. La membrane a ensuite été placée sur différentes géloses : une gélose ordinaire non sélective, une gélose EMB (Eosine Bleu de Méthylène), spécifique aux entérobactéries comme Escherichia coli, et une gélose Drigalski, qui permet de distinguer les bactéries fermentant le lactose. Les boîtes ont été incubées à 37 °C, température correspondant à celle du corps humain, afin de favoriser le développement de bactéries pathogènes potentielles. Parallèlement, d’autres groupes ont incubé les échantillons à 42 °C pour comparaison. L’analyse des résultats a permis de dénombrer 124 colonies sur la gélose ordinaire. Sur EMB, des colonies à reflet métallique vert ont suggéré la présence d’E. coli, tandis que les colonies jaunes sur Drigalski ont indiqué une fermentation du lactose. La technique du Nombre le Plus Probable (NPP) a ensuite été utilisée pour estimer la concentration bactérienne dans l’eau, avec un résultat de 4,3 × 10³ UFC/mL, proche de la moyenne des résultats de la classe (5,8 × 10³ UFC/mL), traduisant une présence significative de bactéries. L’isolement de certaines colonies a permis d’approfondir leur identification. Une galerie API 20E a été réalisée sur une souche suspectée d’être une entérobactérie. Cette batterie de tests biochimiques a confirmé l’identification d’Escherichia coli avec un indice de certitude de 95,9 % (code 7144552). Des colorations de Gram ont également été tentées, notamment sur un Bacillus subtilis de contrôle, qui a montré une coloration violette caractéristique des Gram+. La coloration d’E. coli a été moins concluante mais attendue comme Gram−. La résistance bactérienne au mercure a été testée en préparant des milieux gélosés enrichis en chlorure mercurique. La souche isolée a montré une concentration minimale inhibitrice (CMI) de 12 µg/mL. Sur les milieux solides, une croissance bactérienne a été observée autour des zones les moins concentrées, suggérant une adaptation ou une protection en masse. Enfin, une tentative de coloration des spores par la méthode au vert de malachite et à la safranine a été réalisée, bien qu’aucune observation claire n’ait pu être faite en microscopie. Une spore théorique sur Bacillus subtilis a néanmoins été recherchée. Ce travail pratique a permis de maîtriser les différentes étapes de l’analyse microbiologique d’un échantillon d’eau de surface, d’identifier un germe indicateur de pollution fécale comme E. coli, et de mettre en évidence sa résistance à un agent toxique environnemental. Il illustre la nécessité de contrôler la qualité microbiologique des milieux naturels, et l’intérêt d’approches combinant culture, biochimie et test de sensibilité. Certaines limites expérimentales, comme les colorations ou la stabilité des résultats, pourraient être améliorées, et des techniques complémentaires (PCR, antibiogramme, séquençage) pourraient être envisagées dans un cadre plus avancé.

La chromatographie gazeuse couplée à la spectrométrie de masse (GC-MS) est une technique d’analyse combinée qui permet de séparer et d’identifier précisément des composés volatils dans un échantillon. Dans un premier temps, la chromatographie en phase gazeuse sépare les différents analytes en fonction de leur volatilité et de leur affinité avec la phase stationnaire. Les composés sont injectés dans un four chauffé (ici à 250 °C), puis transportés par un gaz vecteur inerte (comme l’hélium) à travers une colonne capillaire recouverte d’une phase stationnaire peu polaire (type HP5-MS). Chaque composé migre à une vitesse différente, ce qui permet leur séparation temporelle. En sortie de colonne, les composés volatilisés pénètrent dans le spectromètre de masse, où ils sont soumis à une ionisation par impact électronique (EI). Ce procédé arrache un électron à la molécule, générant des ions mono-chargés qui se fragmentent selon des schémas caractéristiques. Ces fragments ioniques sont ensuite filtrés selon leur rapport masse/charge (m/z) par un analyseur quadrupolaire, puis détectés et quantifiés. Deux modes d’acquisition sont utilisés : le mode Full Scan, qui balaye l’ensemble des m/z dans une plage donnée (ici 50–400), permettant une analyse qualitative complète, et le mode SIM (Selected Ion Monitoring), qui cible uniquement certains ions d’intérêt pour une analyse quantitative plus sensible. Ce dernier mode nécessite cependant une connaissance préalable des fragments caractéristiques des composés recherchés. Lors de l’analyse de composés faiblement volatils comme les nitrophénols, une étape de dérivation chimique par MtBSTFA est nécessaire. Cette silylation abaisse leur température d’ébullition, en remplaçant les groupements hydroxyles par des groupes tertiobutyl-diméthylsilyl, les rendant ainsi compatibles avec une analyse GC. La détection est complétée par l’utilisation d’un étalon interne, structurellement proche mais différent (ici le 2-chlorophénol-d₄), qui permet de corriger les variations analytiques liées à l’injection ou à la matrice. Cette technique est également adaptée à l’analyse de mélanges complexes comme les huiles essentielles, où l’on cherche à identifier et quantifier des composants spécifiques, comme le limonène. En résumé, la GC-MS allie les capacités de séparation de la chromatographie gazeuse à la précision d’identification structurale de la spectrométrie de masse, ce qui en fait une méthode incontournable en analyse organique, environnementale, pharmaceutique et agroalimentaire.

La chromatographie liquide haute performance (HPLC) est une technique analytique puissante utilisée pour séparer, identifier et quantifier les constituants d’un mélange complexe, notamment dans les domaines pharmaceutique, alimentaire ou environnemental. Son principe repose sur la répartition différentielle des composés entre une phase mobile liquide (ici, un mélange d’eau et d’acétonitrile) et une phase stationnaire fixée dans une colonne. Dans le TP, une colonne C18 à phase stationnaire apolaire (silice greffée par des chaînes octadécyles) est utilisée. Les composés polaires migrent plus rapidement, tandis que les composés apolaires interagissent davantage avec la colonne et sont retenus plus longtemps, ce qui permet leur séparation selon leur polarit é. Cette séparation est influencée par des paramètres comme le gradient d’élution (variation du rapport eau/acétonitrile), la vitesse du flux, la température, et la nature des analytes. Le système HPLC est constitué de plusieurs modules : une pompe à débit contrôlé, un injecteur à boucle de 20 µL, une colonne C18, et un détecteur UV-visible (à barrette de diodes), piloté par le logiciel Xcalibur. Dans ce TP, le détecteur UV a été utilisé pour suivre l’eugénol, un composé extrait du clou de girofle, en optimisant la longueur d’onde de détection à 206 nm, où son signal est le plus intense et spécifique. La méthode d’analyse a débuté par une extraction sur phase solide (SPE), permettant de purifier et concentrer l’échantillon. L’analyse HPLC s’est ensuite appuyée sur une courbe d’étalonnage externe pour déterminer la concentration d’eugénol, puis sur la modification des conditions chromatographiques pour séparer efficacement un mélange de composés, incluant des isomères comme les hydroxyacétophénones. Grâce à l’ajustement de la longueur d’onde de détection et de la composition de la phase mobile, les étudiants ont pu optimiser la séparation et la résolution des pics chromatographiques, en tenant compte de la polarit é relative des analytes. La coélution du 2-hydroxyacétophénone avec l’eugénol a illustré l’influence de la structure mésomère et de la délocalisation électronique sur le comportement chromatographique. Ce TP a ainsi permis d’appliquer les concepts fondamentaux de la HPLC, en montrant comment les propriétés chimiques des analytes, la nature des phases et les paramètres instrumentaux s’articulent pour produire une analyse fiable, sensible et sélective.

La spectroscopie UV-visible est une technique d’analyse basée sur l’absorption d’un rayonnement électromagnétique par les molécules, généralement dans le domaine de 190 à 800 nm, correspondant à l’ultraviolet et au visible. Lorsqu’une molécule absorbe un photon, un de ses électrons est excité vers un niveau d’énergie supérieur. Ce phénomène, appelé transition électronique, concerne principalement les électrons π ou non liants (n), et se traduit par un changement d’état électronique quantifié. L’énergie absorbée est liée à la longueur d’onde du rayonnement par la E=hν=λhc, où h est la constante de Planck, c la vitesse de la lumière, et λ la longueur d’onde. Cette absorption est mesurée par un spectrophotomètre, qui détecte la baisse d’intensité du rayonnement transmis à travers une cuve contenant l’échantillon. L’intensité de l’absorption est quantifiée par l’absorbance (A), et suit la loi de Beer-Lambert :A=ε⋅C⋅l, où ε est le coefficient d’absorption molaire, C la concentration, et l le chemin optique. Cette loi établit une relation linéaire entre l’absorbance et la concentration dans une gamme donnée, ce qui permet des dosages précis par courbe d’étalonnage. Dans ce TP, deux composés aromatiques fluorescents, le naphtalène et l’anthracène, ont été étudiés. Ces molécules présentent des cycles conjugués responsables d’absorptions intenses dans l’UV, typiquement par transitions π → π*. Les spectres UV visibles de ces composés montrent plusieurs bandes d’absorption, liées aux transitions vibrationnelles superposées à une transition électronique principale. Pour obtenir des mesures fiables, l’éthanol a été choisi comme solvant, en raison de sa transparence dans la zone UV (notamment à 280 nm) et de sa capacité à dissoudre les composés aromatiques. Après avoir identifié les longueurs d’onde maximales d’absorption (276 nm pour le naphtalène, 357 nm pour l’anthracène), les étudiants ont réalisé des gammes d’étalonnage par dilution, puis analysé une solution inconnue X. L’utilisation de gammes en tripliqua a permis de réduire les erreurs expérimentales et de valider les mesures. Les résultats ont montré des concentrations respectives de 6,51 ± 0,31 µg/mL pour le naphtalène et 17,48 ± 0,34 µg/mL pour l’anthracène, révélant une prédominance du second dans la solution X. Ces valeurs, bien que proches des attendus théoriques, ont montré des écarts expliqués par des incertitudes expérimentales, notamment liées à la verrerie utilisée ou à la dilution.

Le principe de la fluorescence repose sur la capacité de certaines molécules, appelées fluorophores, à absorber puis réémettre de la lumière. Lorsqu’une molécule fluorescente est exposée à une lumière d’excitation (généralement dans l’ultraviolet), elle absorbe des photons qui élèvent temporairement ses électrons à un niveau d’énergie plus élevé, un état instable. Pour revenir à leur état fondamental, les électrons libèrent cette énergie sous forme de photons émis à une longueur d’onde plus longue que celle de l’excitation : c’est ce qu’on appelle la fluorescence. Ce phénomène est exploité en spectroscopie de fluorescence pour identifier ou quantifier des composés dans un mélange. La quantité de lumière émise est directement proportionnelle à la concentration de la molécule fluorescente dans l’échantillon, tant que l’on reste dans la plage linéaire de réponse. Le dispositif utilisé comprend une source lumineuse (lampe xénon ou mercure), un monochromateur d’excitation pour sélectionner la bonne longueur d’onde incidente, une cuve contenant l’échantillon, un second monochromateur d’émission placé à 90° pour éviter la lumière incidente, et enfin un photomultiplicateur qui transforme le signal lumineux en courant électrique mesurable. La fluorescence ne peut être observée qu’avec des molécules possédant une structure particulière (souvent aromatique et rigide), capables de subir ce processus de relaxation énergétique. Cette méthode est donc hautement spécifique, sensible, et très utilisée en analyse pharmaceutique, environnementale et biochimique. Dans ce TP, l’objectif était d’analyser une solution inconnue X contenant simultanément du naphtalène et de l’anthracène, deux hydrocarbures aromatiques polycycliques naturellement fluorescents. Ces molécules présentent des systèmes conjugués rigides, favorables à la fluorescence. Le naphtalène présente un maximum d’absorption à 276 nm et d’émission à 322 nm, tandis que l’anthracène absorbe à 357 nm et émet à 379 nm. Le choix du solvant est un critère essentiel en fluorescence : il doit ne pas absorber dans la zone UV-visible pour ne pas interférer avec la mesure. L’éthanol a été choisi pour ce TP, car il présente une très faible absorbance dans la gamme UV-visible et permet de dissoudre efficacement les composés aromatiques étudiés grâce à sa polarité. Un spectre de l’éthanol a confirmé qu’il n’induisait pas de pics d’absorbance majeurs dans les zones d’intérêt. L’ensemble du protocole a donc reposé sur ces fondements : excitation spécifique des fluorophores, choix judicieux du solvant, et détection de l’émission pour déterminer, par comparaison avec des gammes d’étalonnage, la concentration des deux composés dans une solution complexe. Ce TP illustre ainsi le principe fondamental de la fluorimétrie analytique, une technique à la fois très sensible, rapide et spécifique, mais réservée aux molécules possédant des propriétés fluorescentes intrinsèques.

La voltampérométrie est une méthode électrochimique qui permet d’étudier les réactions d’oxydation et de réduction des espèces en solution en mesurant le courant généré lors de l’application d’un potentiel variable entre une électrode de travail et une électrode de référence. Dans ce TP, on s’est appuyé sur la voltampérométrie stationnaire, qui consiste à appliquer une rampe de potentiel croissante ou décroissante à vitesse constante, tout en mesurant l’intensité du courant produit à l’électrode de travail. Cette dernière est placée en rotation, ce qui crée un mouvement convectif régulier des espèces chimiques vers sa surface, assurant un renouvellement constant de la couche de diffusion. Ce procédé permet une meilleure maîtrise de la diffusion des espèces et une lecture plus nette du courant limite. Le montage repose sur un système à trois électrodes : une électrode de travail en platine (où a lieu la réaction), une électrode de référence au calomel saturé (qui fixe un potentiel stable), et une contre-électrode (ou auxiliaire), également en platine, qui ferme le circuit et permet le passage du courant. L’ensemble du système est piloté par un potentiostat, un appareil qui contrôle et maintient précisément le potentiel appliqué entre l’électrode de travail et la référence, tout en mesurant le courant qui circule entre l’électrode de travail et l’électrode auxiliaire. En fonction de la nature de l’espèce étudiée, on observe une variation caractéristique du courant en fonction du potentiel appliqué. Lorsqu’une réaction d’oxydation ou de réduction démarre, le courant augmente jusqu’à atteindre un plateau : c’est le courant limite, qui est proportionnel à la concentration de l’espèce électroactive. Par exemple, dans le cas du diiode (I₂), une réduction rapide est observée, tandis que pour le thiosulfate, la réaction est lente et nécessite une surtension élevée pour se produire. La voltampérométrie est ainsi une technique très performante pour caractériser des couples redox, tracer des courbes d’intensité-potentiel (voltampérogrammes) et effectuer des dosages ampérométriques, notamment dans le cadre de titrages où le suivi du courant permet de détecter le point d’équivalence d’une réaction. Elle est largement utilisée en analyse chimique, électrochimie, pharmaceutique, environnementale et recherche fondamentale, en raison de sa sensibilité, de sa capacité à travailler à faibles concentrations, et de sa rapidité d’analyse. Elle se distingue notamment de la potentiométrie par sa capacité à fournir des informations dynamiques sur les mécanismes électrochimiques, en plus des simples mesures de concentration.

La chromatographie en phase gazeuse (CPG) est une technique analytique de séparation utilisée pour analyser des mélanges de composés volatils. Le principe repose sur la distribution des molécules analysées entre une phase mobile gazeuse (le plus souvent un gaz inerte comme l’hélium) et une phase stationnaire liquide fixée sur une colonne capillaire. Dans ce TP, la phase stationnaire est une colonne apolaire ELIX 5, composée de 5 % de diphényl et 95 % de diméthylsiloxane, ce qui favorise les interactions de type dispersion avec les composés peu polaires. L’échantillon liquide est injecté dans un injecteur chauffé (300 °C) où il est vaporisé, puis transporté par l’hélium à travers la colonne. À l’intérieur de celle-ci, les différents constituants du mélange sont séparés en fonction de leur volatilité (température d’ébullition) et de leur affinité avec la phase stationnaire. Ainsi, plus une molécule est volatile, plus elle s’échappera rapidement de la colonne, tandis que les composés à plus forte affinité avec la phase stationnaire seront retenus plus longtemps, ce qui conditionne leur temps de rétention. La détection est assurée par un détecteur à ionisation de flamme (FID), très sensible aux composés organiques. Ce détecteur fonctionne en brûlant les composés en sortie de colonne dans une flamme d’hydrogène et d’air, et en mesurant le courant d’ionisation généré par les radicaux ionisés produits pendant la combustion. Ce signal est directement proportionnel à la quantité de matière organique présente. L'ensemble de l'analyse est piloté par un logiciel d'acquisition (TotalChrom), qui permet l’enregistrement des chromatogrammes et le calcul des aires sous les pics pour le dosage. Dans ce TP, huit composés aromatiques (eugénol, vanilline, carvone, menthol, etc.) ont été séparés en jouant sur différents programmes de température (isotherme ou gradient), afin d’optimiser la résolution entre les pics, notamment pour les composés aux températures d’ébullition proches. L’ordre d’élution observé a confirmé que les composés se séparaient principalement selon leur température d’ébullition croissante, ce qui est cohérent avec leur faible polarité commune et le caractère apolaire de la colonne utilisée. Cette séparation a ensuite été exploitée pour effectuer une quantification par étalonnage externe, et pour analyser des extraits de thé obtenus par extraction liquide-liquide.

La spectroscopie infrarouge (IR) est une technique analytique fondée sur l’absorption d’un rayonnement infrarouge par les molécules, ce qui provoque des vibrations caractéristiques des liaisons chimiques. Lorsqu’une molécule est irradiée dans le domaine de l’IR moyen (4000 à 400 cm⁻¹), elle absorbe certaines fréquences qui correspondent aux énergies nécessaires pour exciter les vibrations d’élongation ou de déformation de ses liaisons covalentes. Le spectre obtenu, représenté en nombre d’onde (cm⁻¹), affiche des bandes d’absorption spécifiques qui permettent d’identifier des groupements fonctionnels dans une molécule. Le rayonnement infrarouge est généré par une source chauffée en carbure de silicium, puis passe dans un interféromètre de Michelson, qui crée des interférences à partir de deux faisceaux recombinés, permettant d’obtenir un interférogramme. Celui-ci est ensuite traité mathématiquement par une transformée de Fourier pour produire le spectre final. Deux modes d’analyse sont possibles : la transmission, qui nécessite une pastille de KBr et offre des bandes plus nettes, et le mode ATR (Attenuated Total Reflectance), plus rapide et pratique, qui permet l’analyse directe d’échantillons solides ou liquides sans préparation complexe. Dans le TP, seule la technique ATR a été utilisée, en raison d’une difficulté à former les pastilles KBr. Le TP s’est concentré sur l’étude de la vibration des groupements anhydrides, et a mis en évidence les effets du milieu moléculaire, de la structure cyclique et de la mésomérie sur les nombres d’onde observés. Les élongations asymétriques et symétriques des liaisons C=O ont été identifiées à des valeurs spécifiques (par exemple 1822 cm⁻¹ et 1753 cm⁻¹ pour l’anhydride acétique), parfois couplées, et leur position variait selon la tension de cycle ou l’éventuelle hydrolyse partielle du composé. Ainsi, la spectroscopie infrarouge permet une analyse structurale fine, en apportant des informations sur les types de liaisons présentes, leur environnement et l’état de la molécule, tout en étant une technique rapide, non destructive et très utilisée en contrôle qualité, chimie organique et identification de composés.

La chromatographie ionique est une méthode analytique permettant la séparation et la quantification d’espèces ioniques dissoutes dans une solution, notamment les acides organiques, les anions et les cations. Le principe repose sur l’interaction différentielle des ions avec une phase stationnaire ionique fixée dans une colonne, et leur éluant avec une phase mobile, en général acide ou basique. Dans le cas de ce TP, une variante appelée chromatographie à exclusion ionique a été utilisée. Contrairement à la chromatographie ionique classique, cette technique ne cherche pas à piéger ou ralentir les ions : au contraire, les espèces fortement ionisées traversent rapidement la colonne avec un temps de rétention faible, proche du temps mort, tandis que les composés moins ionisés ou partiellement protonés interagissent plus avec la phase stationnaire, et sont donc retenus plus longtemps. La séparation repose ici sur le pKa des molécules analysées : plus une molécule est acide (pKa faible), plus elle sera sous forme ionisée dans le milieu acide (pH ≈ 3,3 dans ce TP), et donc moins retenue. La phase stationnaire utilisée est une colonne Metrosep Organic Acids, à base de résine échangeuse de cations recouverte de groupes sulfates (SO₃⁻). Elle est rendue électriquement neutre par une couche d’ions H⁺, générée par une phase mobile contenant de l’acide sulfurique (H₂SO₄ 0,5 mmol/L). Les molécules comme l’acide citrique (pKa 3,1) et l’acide ascorbique (pKa 4,2) sont ainsi séparées selon leur forme acide ou ionisée dans ces conditions. Le citrique, plus acide, est moins retenu que l’ascorbique. La détection se fait à l’aide d’un détecteur conductimétrique, précédé d’un suppresseur chimique chargé d’éliminer les ions H⁺ de la phase mobile, afin de réduire le bruit de fond et d’augmenter la sensibilité à la conductivité des analytes. Cette configuration permet une analyse fine et reproductible des acides organiques dans des matrices comme les compléments alimentaires ou les boissons.

La validation d’une méthode analytique selon la norme ICH Q2(R1) repose sur un ensemble rigoureux de critères qualitatifs et quantitatifs, visant à garantir que la méthode utilisée est adaptée, fiable et précise pour l’objectif défini. Le principe fondamental de cette validation est de démontrer que la méthode produit des résultats exacts, reproductibles et interprétables, quels que soient l’opérateur, les conditions de laboratoire ou le type d’échantillon analysé. La validation est indispensable avant l’utilisation de la méthode pour des analyses de routine ou le contrôle qualité réglementaire. La démarche se structure en plusieurs étapes clés, chacune correspondant à un paramètre de performance : 1. Spécificité : elle garantit que la méthode est capable de discriminer le composé d’intérêt sans interférence d’autres substances présentes dans l’échantillon. C’est crucial pour les matrices complexes. 2. Linéarité : ce critère vérifie que le signal mesuré est proportionnel à la concentration du composé sur une plage donnée. Elle est confirmée par un coefficient de corrélation R ≥ 0,99, sur une gamme d’étalonnage valide. 3. Limite de détection (LOD) : il s’agit de la plus petite quantité de substance détectable mais non quantifiable avec précision, définie par un rapport signal/bruit (S/N) ≥ 3,3 :1. La RSD doit rester ≤ 20 %. 4. Limite de quantification (LOQ) : elle correspond à la plus faible concentration quantifiable avec précision, avec un S/N ≥ 10 :1 et une RSD ≤ 20 %, assurant la fiabilité des résultats à faibles niveaux. 5. Exactitude (ou justesse) : elle reflète la capacité de la méthode à produire un résultat proche de la valeur réelle. Elle est évaluée par des tests de récupération (taux de recouvrement) : o 98–102 % pour les standards, o 90–110 % pour les concentrations proches de la LOQ. 6. Précision : elle inclut : o La répétabilité : reproductibilité dans des conditions identiques (même jour, opérateur, appareil). o La reproductibilité ou fidélité intermédiaire : résultats stables dans des conditions variables (jours, opérateurs, équipements). Une RSD ≤ 2 % est requise pour confirmer une bonne précision. 7. Robustesse : elle évalue la résistance de la méthode à de petites variations expérimentales (température, pH, durée d’analyse, etc.). Une méthode est dite robuste si la variation des aires des signaux entre injections reste ≤ 2 % malgré des changements mineurs de conditions.

=>Contexte d’Utilisation : La GC-MS (Gas Chromatography - Mass Spectrometry) est une technique analytique puissante utilisée pour l’identification et la quantification des composés volatils et semi-volatils dans des matrices variées. Elle est employée dans divers domaines => Conditions d’Utilisation : L’analyse par GC-MS repose sur une séparation préalable des composés dans une colonne capillaire, suivie d’une identification et d’une quantification via un spectromètre de masse. Plusieurs paramètres doivent être optimisés en fonction de la nature de l’échantillon et des objectifs analytiques : • Température du four : programmation en isotherme ou en gradient thermique selon la volatilité des analytes. • Gaz vecteur : hélium, hydrogène ou azote selon la sensibilité et l’efficacité requises. • Type de colonne : sélection selon la polarité des analytes (colonne polaire ou apolaire). • Mode d’injection : split/splitless, injection directe ou headspace pour les composés volatils. • Préparation des échantillons : dérivatisation, extraction liquide-liquide (LLE), extraction en phase solide (SPE), purge and trap, désorption thermique (TD). =>Types de Détection et Modes d’Ionisation : Le spectromètre de masse associé à la chromatographie gazeuse permet d’identifier les composés en fonction de leur rapport masse/charge (m/z). Plusieurs types de détection et modes d’ionisation sont disponibles : • Impact électronique (EI - Electron Impact) : fragmentation des molécules par bombardement d’électrons à haute énergie (~70 eV), produisant des spectres reproductibles utilisables avec des bibliothèques de référence. • Ionisation chimique (CI - Chemical Ionization) : technique plus douce utilisant un gaz réactif (méthane, ammoniac) pour limiter la fragmentation et obtenir un ion moléculaire plus marqué. • Ionisation à pression atmosphérique (APCI - Atmospheric Pressure Chemical Ionization) : utilisée pour l’analyse des composés moins volatils et thermosensibles. En sortie du spectromètre, les ions peuvent être détectés par différents types d’analyseurs de masse : • Quadripôle : sélectionne les ions en fonction de leur rapport m/z, utilisé pour les analyses ciblées. • Temps de vol (TOF - Time of Flight) : permet une analyse rapide et une détection haute résolution. • Trappe ionique (Ion Trap) : permet l’accumulation et la fragmentation d’ions pour des analyses structurales avancées. • Analyseur à double focalisation (HRMS - High Resolution Mass Spectrometry) : utilisé pour les mesures ultra précises de masse exacte.

Expérience en HPLC couplé aux détecteurs DAD (Diode Array Detector) et RI (Réfractométrique) pour l’analyse qualitative et quantitative des composés. Compétences en maintenance et entretien des équipements, incluant le nettoyage et le conditionnement du système HPLC, la purge du circuit, ainsi que le changement et l’optimisation de la colonne pour garantir des performances analytiques optimales. Maîtrise du logiciel EMPOWER, avec une expertise dans la création de séquences, l’acquisition et le traitement des données, ainsi que la calibration du système pour assurer la fiabilité et la précision des analyses.

Le logiciel Empower est un outil complet et puissant utilisé en laboratoire pour piloter les analyses chromatographiques, notamment en HPLC. Il permet de gérer l’ensemble du processus analytique, depuis l’acquisition des données jusqu’à l’édition des rapports. Tout commence par le module Sample Set, qui permet de programmer les séquences d’analyse. L’utilisateur y définit l’ordre d’injection des échantillons (standards, blancs, échantillons à tester) ainsi que la méthode d’acquisition à utiliser. Une fois la séquence lancée, Empower pilote automatiquement l’instrument (HPLC ou UPLC) selon les paramètres définis (temps d’analyse, débit, température, longueur d’onde, etc.). Une fois l’acquisition terminée, les données sont traitées dans le module Method Set, où le logiciel applique une méthode de traitement : détection et intégration des pics, calcul des aires ou hauteurs, et quantification à partir d’une courbe d’étalonnage. Ce traitement peut être automatisé, mais l’utilisateur a la possibilité d’ajuster manuellement l’intégration si nécessaire. Le module Review permet ensuite de visualiser les chromatogrammes, comparer plusieurs injections, vérifier la qualité des intégrations et valider les résultats. C’est un espace d’analyse visuelle essentiel pour repérer les éventuelles anomalies et s’assurer de la conformité des données.

Le logiciel Agilent MassHunter Workstation 14 est une plateforme complète dédiée à la gestion, au traitement et à l’analyse des données générées par les instruments de spectrométrie de masse, notamment couplés à la chromatographie (LC-MS, GC-MS). Il est organisé en plusieurs modules fonctionnels qui couvrent l’ensemble du workflow analytique. Le module Acquisition permet de contrôler les paramètres de l’instrument (sources ioniques, polarité, fragmentation, chromatographie), de définir les méthodes d’analyse et de programmer les séquences d’échantillons. Une fois l’acquisition lancée, les données brutes sont enregistrées et peuvent être immédiatement traitées dans le module Qualitative Analysis, qui permet une visualisation fine des spectres, une détection automatisée ou manuelle des pics, ainsi que l’identification des composés à partir de bibliothèques ou de masses exactes. Pour les analyses quantitatives, le module Quantitative Analysis permet de générer des courbes d’étalonnage, de calculer les concentrations des analytes, et d’évaluer la linéarité, la répétabilité ou encore les limites de détection. Ce module offre une grande flexibilité dans le choix des ions de quantification et de confirmation, ainsi que dans l'ajustement des plages de rétention ou des fenêtres d’intégration. Le module Report Designer permet quant à lui de créer des rapports personnalisés, intégrant les résultats, les chromatogrammes, les spectres, et les informations liées à la méthode ou à l’échantillon. Ces rapports peuvent être générés automatiquement ou à la demande, selon le niveau de validation requis.

Expérience avancée dans l’utilisation de Excel, Word et PowerPoint.

Le Next Generation Impactor (NGI) est un dispositif analytique de référence pour l’étude de la distribution granulométrique aérosolisée des médicaments administrés par voie inhalée. Son principe repose sur la séparation des particules en fonction de leur taille aérodynamique, en reproduisant les conditions de l’inhalation humaine grâce à un flux d’air contrôlé. Lorsqu’un aérosol (généré par un inhalateur ou un nébuliseur) entre dans l'appareil, il passe à travers une série de buses successives. À chaque étage, les particules sont déposées par inertie sur une plaque d’impact selon leur vitesse et leur masse, ce qui correspond à leur taille. Les plus grosses particules sont captées dans les premiers étages, tandis que les plus petites poursuivent leur trajectoire jusqu’aux niveaux inférieurs. Le NGI est conçu pour simuler l'anatomie des voies respiratoires humaines, avec une classification précise des particules entre 0,24 µm et 15 µm, ce qui permet de prédire leur lieu de dépôt dans l’arbre respiratoire : les plus grandes se déposent dans la gorge ou les bronches supérieures, tandis que les plus fines atteignent les alvéoles pulmonaires. Cette information est essentielle pour optimiser l’efficacité thérapeutique d’un médicament inhalé, en garantissant une libération ciblée du principe actif au bon endroit dans le système respiratoire.

=>Situation : La transfection est une technique de biologie moléculaire utilisée pour introduire du matériel génétique étranger (ADN ou ARN) dans une cellule, afin d’étudier l’expression d’un gène ou la fonction d’une protéine. => Tâches : L’objectif de la transfection est d’introduire efficacement un acide nucléique dans une cellule, d’en permettre l’expression pour étudier la production protéique ou ses effets, tout en garantissant une bonne viabilité cellulaire et une reproductibilité sans toxicité excessive. =>Actions : La transfection repose sur l’utilisation d’un polymère synthétique qui encapsule le matériel génétique par un processus de complexation. Les principales étapes sont les suivantes : - Formation du complexe ADN-polymère : Le polymère synthétique interagit avec le matériel génétique et forme un complexe stable. - Entrée du complexe dans la cellule : Cette étape se fait par endocytose, un mécanisme cellulaire qui permet l’absorption de molécules extérieures. - Libération de l’ADN dans la cellule : Une fois à l’intérieur, le polymère synthétique se dégrade, libérant ainsi l’ADN dans le cytoplasme. - Translocation de l’ADN vers le noyau : L’ADN atteint le noyau où il est transcrit en ARNm, puis traduit en protéine par le machinerie cellulaire.

=>Situation :Le parvovirus B19 est un virus humain responsable du mégalérythème épidémique, une infection généralement bénigne mais pouvant entraîner des complications sévères chez les personnes immunodéprimées et les fœtus en développement, notamment en causant une anémie sévère. Le dosage des anticorps anti-parvovirus B19 IgG est essentiel dans le cadre du contrôle qualité des médicaments au stade PR (produits répartis) afin de minimiser le risque de transmission du virus et de garantir la sécurité des patients. => Tâches : Ce dosage est réalisé par une méthode immuno-enzymatique en microplaque, reposant sur la détection des anticorps IgG spécifiques du parvovirus B19. Il est généralement utilisé dans : • Le contrôle qualité pharmaceutique pour vérifier l’absence de contamination virale dans les lots de médicaments. • Le dépistage sérologique pour évaluer l’immunité des patients exposés ou à risque. • Les laboratoires de recherche et diagnostic médical pour surveiller les infections liées au parvovirus B19. => Actions : Le dosage des IgG anti-parvovirus B19 repose sur une méthode immuno-enzymatique en deux étapes : - Fixation des Anticorps • Les échantillons contenant des anticorps IgG spécifiques sont incubés dans des puits de microplaque recouverts d’antigènes du parvovirus B19. • Les anticorps IgG présents dans l’échantillon se lient aux antigènes, tandis que ceux non spécifiques sont éliminés par une étape de lavage. - Réaction Enzymatique et Détection • Un anticorps secondaire conjugué à une enzyme (peroxydase) est ajouté pour reconnaître les anticorps IgG fixés. • Après une nouvelle incubation suivie d’un lavage pour éliminer les anticorps non liés, un substrat chromogénique est ajouté. • L’activité de la peroxydase génère une réaction colorée, dont l’intensité est proportionnelle à la concentration d’anticorps IgG présents dans l’échantillon. La lecture se fait par spectrophotomètre.

=>Contexte d’Utilisation : Le masque autonome, également appelé Appareil Respiratoire Isolant (ARI), est un équipement essentiel utilisé dans des environnements où l’air est potentiellement irrespirable. Il est employé pour secourir une personne en danger dans les cas suivants : • Déficit en oxygène (ex. espaces confinés, puits, cuves). • Présence de gaz toxiques ou chimiques (ex. laboratoires, industries chimiques). • Doute sur la qualité de l’atmosphère, rendant la respiration dangereuse. => Composition et Fonctionnement : L’ARI est un dispositif qui permet de fournir de l’air respirable en circuit fermé grâce à une réserve d’air comprimé. Il est composé de : • Une pièce faciale protégeant les voies respiratoires et les yeux. • Une bouteille d’air comprimé contenant un mélange gazeux de 78% d’azote, 21% d’oxygène et 1% de gaz rares. • Un manomètre permettant de contrôler la pression et le débit d’air délivré. • Un harnais et des sangles d’ajustement pour garantir une fixation sécurisée et étanche du masque. L’air comprimé est acheminé vers la pièce faciale via un détendeur, permettant à l’utilisateur de respirer sans être exposé à l’atmosphère extérieure. =>Procédure de Secours – Méthode RAPE : En cas d’urgence nécessitant l’utilisation d’un ARI, il est crucial de suivre un protocole structuré pour assurer la sécurité de la victime et des intervenants. R – Retrait de la victime : • Déplacer immédiatement la personne en danger en la tirant par les pieds ou les mains pour la sortir de la zone contaminée tout en évitant une surexposition au risque. A – Activation du système respiratoire : • Ouvrir le robinet de la bouteille d’air comprimé afin d’assurer un accès immédiat à de l’oxygène pour la victime. P – Placement et ajustement du masque : • Fixer le harnais et ajuster le masque de manière adéquate sur le visage de la personne, en veillant à une adhésion parfaite pour empêcher toute infiltration d’air extérieur. • Vérifier l’étanchéité en effectuant un test de pression et en s’assurant qu’aucune fuite ne compromet l’apport en oxygène. E – Évacuation et alerte : • Informer immédiatement les autres personnes présentes dans l’environnement de travail et évacuer la zone pour éviter tout risque supplémentaire. • Contacter les services de sécurité et l’infirmière pour une prise en charge médicale rapide et une assistance supplémentaire.

=> Contexte d’Utilisation : Le titrage Karl Fischer Volumétrique est une technique analytique essentielle pour la détermination de la teneur en eau dans divers échantillons. Cependant, des contaminations accidentelles peuvent compromettre la précision et la fiabilité des analyses, nécessitant une démarche de vérification rigoureuse lors des maintenances. => Étapes de Vérification en Cas de Contamination Suspectée 1) Vérification de la cellule électrochimique • S’assurer que la cellule n’est pas contaminée par de l’eau résiduelle ou d’autres impuretés. • En cas de contamination, nettoyer soigneusement la cellule avec un solvant approprié et la sécher avant de reprendre les analyses. 2) Contrôle des réactifs Karl Fischer • Examiner les bouteilles de réactif (titrant et solvant) pour détecter toute altération ou contamination. • Si un réactif semble compromis (changement de couleur, précipité, perte d’efficacité), il doit être remplacé immédiatement par une nouvelle solution. 3)Test de fonctionnalité de l’appareil • Déposer une goutte d’eau sur la cellule et observer si elle est correctement neutralisée par le système. • Une réaction immédiate indique un bon fonctionnement ; en cas d’anomalie, des ajustements ou réparations peuvent être nécessaires (vérification des électrodes, des connexions électriques ou du système de pompage). 4)Contrôle de la contamination de l’aiguille • Vérifier si l’aiguille d’injection est contaminée, obstruée ou endommagée. • Si une contamination est suspectée, remplacer l’aiguille pour garantir la précision des analyses. • En l’absence d’une aiguille de rechange, il est possible d’entrer manuellement la valeur du standard, mais cette solution doit rester temporaire jusqu’au remplacement de l’aiguille.

=> Situation : L’arsenic inorganique est un élément toxique pouvant se retrouver dans les sols, notamment à cause des engrais, des amendements organiques, des rejets industriels ou encore de l’érosion naturelle des roches. Il existe sous différentes formes chimiques, parmi lesquelles As(III) (arsénite) et As(V) (arséniate) sont les plus toxiques. La réglementation européenne (UE 2019/1009) fixe une teneur maximale de 40 mg/kg d’arsenic inorganique dans les fertilisants. Ce seuil vise à protéger la santé humaine et la biodiversité en limitant l’accumulation de l’arsenic dans les sols agricoles. Dans ce contexte, une méthode analytique de dosage fiable est nécessaire pour surveiller les produits comme les engrais organiques, organo-minéraux, composts de boues, déchets verts ou supports de culture. => Tâches : L’objectif est de : • Développer, valider et appliquer une méthode analytique sensible pour la quantification spécifique de l’arsenic inorganique dans des matrices fertilisantes complexes. • Répondre aux exigences de validation normatives : spécificité, justesse, fidélité, LOQ, incertitude élargie. • S’assurer que la méthode permet de séparer les différentes formes d’arsenic (spéciation) et qu’elle est applicable à divers types d’échantillons agricoles, tout en respectant les normes NF T90-210 et ISO 11352. =>Actions 1) Méthode analytique utilisée : • Couplage de la chromatographie ionique (IC) à une spectrométrie de masse à plasma inductif (ICP-MS). • Ce couplage permet une spéciation chimique : identification et séparation précise des différentes espèces d’arsenic (As(III), As(V), MMA, DMA…). 2) Paramètres d’analyse : • Injection : 25 μL d’échantillon. • Colonne : Dionex IonPac AS7, spécialisée dans la séparation des anions complexes. • Éluant : carbonate d’ammonium + méthanol. • Temps d’analyse : ≈ 10 minutes par échantillon. 3) Préparation des échantillons : • Extraction oxydative : mélange acide nitrique + peroxyde d’hydrogène pour convertir les formes arsenicales complexes en espèces ioniques détectables. • Préparation des solutions dans de l’eau ultrapure + HNO₃ suprapur pour éviter les contaminations. 4) Validation selon NF T90-210 : • Spécificité : vérification de l’absence d’interférences. • Étalonnage : gamme de 1 à 100 µg/L. • Justesse : analyse d’échantillons dopés pour vérifier les taux de recouvrement. • Fidélité : évaluée par plusieurs opérateurs, jours et équipements. • LOQ (limite de quantification) vérifiée pour détecter des teneurs très faibles. • Incertitude élargie calculée selon la norme NF ISO 11352.

=> Situation : Le MEB est un microscope utilisé pour observer la surface des échantillons solides à très haute résolution, bien au-delà des capacités d’un microscope optique. Il est employé dans de nombreux domaines : - Science des matériaux (fractures, corrosion, revêtements), - Biologie (cellules, tissus, structures microbiennes), - Industrie (contrôle qualité, microfabrication), - Microélectronique, géologie, archéologie, etc. Il permet d’examiner la topographie, la morphologie, la composition chimique des surfaces via des images en 2D à haute résolution et des analyses élémentaires par EDS/EDX (spectroscopie à dispersion d’énergie). => Tâches :L’objectif est de : - Analyser des échantillons solides en haute définition, parfois à l’échelle nanométrique. - Identifier des défauts, des structures de surface ou des compositions. - Assurer une qualité d’imagerie stable, reproductible, sans contamination ni artefacts. - Maintenir l’appareil en condition optimale de fonctionnement, éviter les arrêts ou les pannes, et garantir la fiabilité des résultats. =>Actions :Le fonctionnement et la maintenance du MEB reposent sur plusieurs étapes clés : Fonctionnement – Principes 1. Production d’un faisceau d’électrons : par un canon à électrons (filament tungstène ou LaB6, ou source à émission de champ). 2. Focalisation : via des lentilles électromagnétiques, le faisceau est concentré en un point fin. 3. Balayage de la surface : les électrons balaient ligne par ligne l’échantillon placé sous vide. 4. Détection du signal : - Électrons secondaires → image topographique haute résolution. - Électrons rétrodiffusés → contraste selon la composition. - Signal X (EDS/EDX) → composition élémentaire. =>Maintenance régulière - Nettoyage de la chambre d’échantillon : éviter la contamination (résidus, poussières). - Surveillance du vide : contrôle des pompes (primaire/turbo), remplacement d’huile ou joints si besoin. - Vérification du filament : usure, remplacement si affaibli ou coupé. - Alignement du faisceau : ajustements réguliers pour garantir la netteté des images. - Nettoyage ou remplacement des détecteurs (SE, BSE, EDS) selon fréquence d’utilisation. - Mise à jour logicielle et sauvegarde des paramètres d’imagerie.

=>Situation : Le test ELISA indirect (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay) est une méthode couramment utilisée pour la détection d’anticorps spécifiques dans un échantillon biologique (sérum, plasma, fluide). Il est largement employé dans : • le diagnostic médical (infections virales ou bactériennes), • le contrôle qualité pharmaceutique, • la recherche biomédicale, • les tests de vaccination. =>Tâches : Le test repose sur : • L’immobilisation d’un antigène cible sur une plaque ELISA. • L’interaction avec un anticorps spécifique contenu dans l’échantillon. • L’utilisation d’un anticorps secondaire conjugué à une enzyme (HRP, phosphatase…). • Une réaction enzymatique déclenchée par un substrat chromogène → signal coloré quantifiable par spectrophotométrie. => Actions : Étapes du protocole ELISA Indirect 1. Fixation de l’antigène: L’antigène spécifique est fixé sur les puits de la microplaque. 2. Incubation avec l’échantillon: L’échantillon contenant les anticorps est incubé → liaison des anticorps primaires à l’antigène. 3. Lavage: Élimination des anticorps non spécifiques. 4. Ajout de l’anticorps secondaire: L’anticorps secondaire (anti-IgG, par ex.) est conjugué à une enzyme. 5. Deuxième lavage: Retrait des anticorps secondaires non liés. 6. Révélation: Ajout du substrat enzymatique → développement d’une coloration proportionnelle à la quantité d’anticorps présents. 7. Lecture des résultats: Lecture spectrophotométrique à une longueur d’onde spécifique (généralement 450 nm pour HRP).

=> Contexte et Objectifs : Un audit COFRAC (Comité Français d’Accréditation) vise à évaluer la conformité d’un laboratoire aux normes internationales, notamment l’ISO/IEC 17025, qui définit les exigences relatives à la compétence des laboratoires d’étalonnages et d’essais. L’objectif est d’assurer que les analyses effectuées sont fiables, traçables et conformes aux exigences réglementaires et clients. =>Déroulement de l’Audit : 1) Préparation de l’audit • Définition du champ d’audit : identification des processus, analyses et équipements à évaluer. • Constitution de l’équipe d’audit : sélection des auditeurs selon leur expertise. • Élaboration du planning : établissement des dates, des documents requis et des questionnaires pour structurer les investigations. 2)Audit sur site • Observation des pratiques et des processus pour vérifier leur conformité aux procédures établies. • Évaluation de la compétence du personnel à travers des entretiens et la revue des qualifications. • Inspection des équipements analytiques afin d’assurer leur bon fonctionnement et leur traçabilité. • Analyse des documents qualité (procédures, enregistrements, validation des méthodes). 3)Clôture de l’audit et analyse des résultats • Réunion de restitution présentant les premières observations aux responsables du laboratoire. • Rédaction du rapport d’audit, détaillant les écarts identifiés, classés en : o Écarts critiques : impact majeur sur la fiabilité des résultats. o Écarts non-critiques : points d’amélioration à corriger. 4)Actions Correctives et Suivi • Mise en place des actions curatives : correction immédiate des écarts critiques. • Déploiement d’actions correctives : mesures de prévention pour éviter la récurrence des non-conformités. • Délais de mise en conformité : généralement de 3 à 6 mois selon la gravité des écarts. • Suivi des actions correctives : validation de l’efficacité des mesures mises en place.

=>Situation :L’antimoine (Sb) est un élément trace métallique (ETM) toxique, principalement issu des activités minières, industrielles et du trafic automobile. C’est un polluant environnemental prioritaire, en raison de ses effets délétères sur la santé humaine et les écosystèmes. Pour cette raison, les seuils de potabilité sont strictement réglementés : 10 ppb selon l’Union Européenne et 6 ppb selon l’US EPA. La surveillance de l’antimoine dans les lixiviats est donc essentielle, ces derniers représentant les effluents générés par la lixiviation de déchets solides ou de boues, suivant la norme NF EN 12457-2. =>Tâches :L’objectif principal est de : • Surveiller précisément la concentration d’antimoine dans les lixiviats environnementaux. • Garantir des analyses conformes, sensibles et fidèles, compatibles avec les seuils réglementaires internationaux. • Appliquer une méthodologie analytique validée et accréditée afin de produire des résultats exploitables dans un cadre normatif strict (NF T90-210, ISO 17294-2). => Actions: Pour mener à bien cette surveillance, plusieurs étapes rigoureuses sont suivies : 1. Préparation des échantillons : o La digestion est réalisée selon NF EN ISO 15587-1, afin de rendre les échantillons solides (boues, déchets fragmentés) analysables par ICP-MS. 2. Lixiviation : o Procédure conforme à la norme NF EN 12457-2, simulant le lessivage de déchets pour produire un lixiviat contenant les éléments dissous. 3. Analyse ICP-MS (Thermo Fisher iCAP RQ) : o Conditions optimisées : puissance plasma 1550 W, débit de nébulisation 0,4 mL/min. o Cônes : diamètre de 1,5 mm (échantillonneur) et 0,5 mm (skimmer) pour une transmission ionique optimale. o Température de chambre de nébulisation : 2 °C, pour limiter l’évaporation et améliorer la reproductibilité. o Deux isotopes suivis : ¹²¹Sb et ¹²³Sb, pour éviter les interférences spectrales. o LQ théorique : 0,2 µg/L confirmée par études de fidélité intermédiaire. 4. Préparation de la gamme d’étalonnage : o Plage de 0,2 à 30 µg/L, élaborée avec des solutions multi-élémentaires compatibles : ex. antimoine/molybdène, sans cadmium (incompatibilité chimique). 5. Validation des méthodes analytiques : o Méthodes conformes à NF T90-210 (critères : linéarité, justesse, répétabilité, fidélité intermédiaire). o Méthodes reconnues ou non reconnues, avec portée d’accréditation fixe ou flexible (Flex 1 à 3) selon le degré d’adaptation au contexte.

=> Situation : La granulométrie laser est une technique d’analyse essentielle en industrie pharmaceutique, car elle permet de déterminer avec précision la taille et la distribution des particules dans des poudres, suspensions ou principes actifs (API). Ces caractéristiques influencent directement des propriétés critiques comme la biodisponibilité, la solubilité, la stabilité ou encore la libération contrôlée du médicament. Le transfert de méthode évoqué ici concerne le passage du Malvern Mastersizer 2000 au Malvern Mastersizer 3000, deux appareils fonctionnant selon le même principe physique, mais présentant des configurations optiques et logicielles différentes. Ce transfert doit garantir que les données obtenues restent fiables, précises et reproductibles, en conformité avec les exigences de la pharmacopée européenne. => Tâches :L’objectif est de : • Transférer une méthode analytique granulométrique existante du Malvern 2000 vers le Malvern 3000. • Assurer que les résultats produits par les deux instruments soient comparables et valides. • Répondre aux critères de précision (CV), de répétabilité et de fidélité intermédiaire, notamment sur les valeurs d10, d50 et d90, qui correspondent respectivement aux diamètres pour lesquels 10 %, 50 % et 90 % des particules sont plus petites. • Maintenir la qualité pharmaceutique des mesures pour assurer la conformité réglementaire des produits testés. =>Actions : Le protocole de transfert suit une méthodologie rigoureuse, en 8 étapes : 1. Analyse documentaire : identification des méthodes et produits concernés par le transfert. 2. Formation technique : prise en main des deux instruments (Malvern 2000 et 3000) et compréhension de leurs modes de fonctionnement (voie humide/voie sèche). 3. Définition des critères analytiques selon la pharmacopée : o Répétabilité : même opérateur, même équipement. o Fidélité intermédiaire : différents opérateurs, différents jours et instruments. 4. Caractérisation des matériaux : choix de la voie de dispersion (sèche ou humide), connaissance de l’indice de réfraction du produit et des conditions de dispersion (ultrasons, vitesse de rotation, etc.). 5. Développement des paramètres optimaux sur le Malvern 3000 (mode de dispersion, durée de mesure, densité optique, etc.). 6. Validation croisée : réalisation d’analyses comparées entre les deux granulomètres. 7. Analyse statistique des résultats : calcul des CV sur les d10, d50, d90. 8. Rédaction d’un rapport final synthétisant les résultats et confirmant la validité du transfert. Les deux appareils utilisent la diffraction laser selon la théorie de Mie (pour les particules petites avec indice de réfraction connu) et celle de Fraunhofer (pour les particules plus grandes). Le principe repose sur l’analyse de la lumière diffractée selon l’angle, plus large pour les petites particules et plus étroit pour les grosses. Ces techniques nécessitent une maîtrise des propriétés optiques du matériau analysé.